Artículo: Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

Tema en 'Ophrys' comenzado por Foty, 25/4/07.

  1. Foty

    Foty

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    En vista de la buena acogida que tuvo el articulo que publiqué de la Sociedad Costarricense de Orquídeas, sobre enfermedades fúngicas y bacterianas en orquídeas y aprovechando que estoy preparando lo necesario para intentar germinar in vitro semillas de varias especies de orquídeas, me han facilitado un articulo científico que aborda la germinación de semillas in vitro, formación de protocormos, y desarrollo de las plántulas a partir de semillas maduras e inmaduras( comparan también cuales son mejores de las dos con el fin de obtener los resultados más óptimos) de varias especies de orquídeas del genero Ophrys (Fam.Orchidaceae), lo cual me parece muy interesante y creo que debe estar al alcance de todos los foreros, puesto que trata varios temas muy interesante para la reproducción in vitro de orquídeas. El articulo esta en inglés (si alguien quiere una copia se la puedo facilitar gustosamente) y como siempre con terminología específica, así que os pongo un resumen como siempre intentando explicar los términos para que sea accesible para todos. Saludos a la peña de la Tertulia Alicantina que me ayuda y me anima a meterme en estos fregados...Empezamos…

    Referencia del artículo:
    Plant Cell Rep (2004) 23:284–290
    DOI 10.1007/s00299-004-0841-8
    CELL BIOLOGY AND MORPHOGENE S I S
    C. K. Kitsaki • S. Zygouraki • M. Ziobora • S. Kintzios
    “In vitro germination, protocorm formation
    and plantlet development of mature versus immature seeds from several Ophrys species (Orchidaceae)”

    Resumen

    Los autores han investigado el efecto de la genética de las semillas, la madurez de las mismas y el medio de cultivo que pueda ser más adecuado para la germinación de semillas y el desarrollo de protocormos (embrión en formación una vez que la semilla germina y que precede a la formación de de hojas , tallos o raíces) y desarrollo de plántulas a partir de semillas obtenidas de 12 especies distintas de Ophrys (O. apifera, O. attica, O.cornuta, O. delfinensis, O. ferrum-equinum, O. lutea, O.mammosa, O. speculum, O. spruneri, O. umbilicata, O. argolica, O. irricolor y O.tenthredinifera)recogidas en Grecia, algunas de ellas endémicas de allí ( que son exclusivas de una zona puesto que sólo allí se dan las condiciones óptimas para llevar a cabo su ciclo). Las semillas maduras (tras 10 meses) e inmaduras (tras 2 meses de la fecundación) fueron cultivadas en un medio enriquecido con leche de coco y en otro enriquecido con zumo de piña. El porcentaje más alto de callogénesis(un 96%) ( callogénesis es el proceso por el que se forma un callo, o lo que es lo mismo una masa de células indiferenciadas que al comenzar a diferenciarse forma el protocormo , donde se adivina ya la forma pero no esta definido aun y al seguir el proceso forma la plántula) se obtuvo en semillas inmaduras de O. delfinensis mientras que para semillas maduras el mayor porcentaje de formación de protocormos se dio en O. spruneri (56%), utilizando en ambos casos el medio enriquecido en leche de coco. Sin embargo, a pesar de esta diferencia, en general se observó que la formación de protocormos era significativamente menor en el caso de semillas inmaduras que a partir de las maduras, se usase tanto un medio el medio de piña, como el de coco. Eso sí, casi todos los protocormos que eran transferidos se desarrollaban a plántulas formando los posteriores minitubérculos. En el artículo se tienen en cuenta distintos aspectos a la hora de germinar semillas y formar protocormos a partir de ellas in vitro.

    Introducción

    Aunque se han utilizado diversos sustratos minerales ricos en sales en estudios de germinación de semillas in vitro, Malgrem sugirió utilizar un medio basal más simple añadiéndose extractos orgánicos complejos como leche de coco, zumo de piña, patatas cocidas y sustancias similares. El uso de semillas maduras supone una mejor aproximación a la germinación, permiten ser conservadas durante largos periodos de tiempo en el frigorífico manteniendo la viabilidad. Como siempre, las semillas maduras necesitan de una esterilización superficial y romper el estado de dormición en el que se encuentran( es decir como dormidas o en reposo hasta que tienen los estímulos necesarios que les inducen a germinar).Las semillas inmaduras, por otro lado, permiten poder ser recolectadas antes de que entren en el periodo de dormición ( cosa que ocurre cuando maduran) con lo cual no hay que usar ningún tratamiento para romper esa dormición y permiten por tanto el desarrollo casi de forma directa del embrión si las ponemos en un medio de cultivo inmediatamente tras ser recolectadas. Por tanto, presentan el inconveniente de que hay que sembrarlas inmediatamente tras ser recolectadas y conocer el periodo exacto de tiempo para recolectarlas a tiempo antes de que maduren.
    El hinchazón del embrión junto con la formación de un tejido calloso (una masa de células sin ninguna diferenciación, vamos que no ha formado ningún órgano aún) son los primeros cambios apreciables en la germinación in vitro. El callo forma unos rizoides (como unas raíces provisionales, por decirlo así) antes de formar raíces definitivas o reales originando un protocormo con raíces que dará lugar a la plántula. Por último recordar que aquí no se usan hongos micorrícicos, siendo una germinación asimbiótica (sin darse simbiosis entre el hongo y la semilla) ya que el medio de cultivo ya contiene todos los nutrientes para el desarrollo del protocormo sin necesidad de que el hongo este presente.

    Materiales y métodos

    1.Fuente de semillas y preparación de las mismas

    Todas las especies de orquídeas usadas son griegas y crecen en Adames (Attiki) y Mammosia (Achaia). Las especies en las que se utilizaron cápsulas maduras son O. apifera, O. attica, O. cornuta, O. delfinensis, O. ferrum-equinum, O. lutea, O. mammosa, O. speculum, O. spruneri y O. umbilicata. En el caso de las especies en las que se partió de semillas de cápsulas inmaduras son O. argolica, O. irricolor
    y O. tenthredinifera. Se recolectaron las cápsulas de semillas maduras e inmaduras (dos meses tras la polinización), cuando cambia la cápsula de color verde a amarillo. Las semillas maduras fueron aisladas, secadas durante 48 horas y almacenadas en botes sobre sílica gel azul (no en contacto directo con las semillas) (sílica gel creo que es el típico sobrecito que viene dentro de un bolso, que es granulado al tacto, y son como cristalitos transparentes con el fin de absorber la humedad que pueda haber) en oscuridad y a 4ºC hasta su uso, en este caso 10 meses. Las semillas inmaduras, como hemos dicho antes fueron sembradas en cultivo inmediatamente tras su recolección. Así, hacían periódicamente una prueba de viabilidad para ver si durante el periodo de almacenaje las semillas perdían la capacidad de germinar o estaban perfectas. Para ello usaban un colorante que teñía de un color rojizo aquellas que estaban bien y no teñía las que presentaban el embrión muerto. Las semillas maduras, con el fin de romper la dormición, se metieron en unos sobrecitos de papel y se pusieron a remojo durante 3 días en agua destilada a 4ºC. A continuación hicieron una esterilización superficial usando una disolución de hipoclorito de calcio al 10% añadiendo un surfactante como el Tween a un 0,1% de concentración dejándolas durante 15 minutos y enjuagándolas después en tres recipientes distintos con agua destilada, pasando de uno a otro de forma secuencial con el fin de rebajar la concentración del esterilizante de forma gradual. No os agobiéis que voy a explicar lo de la esterilización, ellos usan el hipoclorito de calcio que es semejante al hipoclorito de sodio o vulgar lejía, solo que éste tiene menor poder de penetración en el tejido vegetal que la lejía, por ello yo creo que los autores han añadido Tween 20 que es un surfactante, o lo que es lo mismo, una sustancia que permite que el agente esterilizante pueda penetrar mejor en el tejido y eliminar mayor cantidad de microorganismos que nos puedan contaminar el cultivo luego. Es decir, es lo mismo que el vulgar jabón que añadimos al agua para tener ropa más limpia. Nosotros podemos usar por tanto lejía al 10% y añadir una gota de lavavajillas que nos va a hacer la función del Tween 20. En el caso de las semillas inmaduras, las cápsulas recolectadas fueron sumergidas en la misma solución durante 40 minutos.

    2.Medios utilizados

    Se uso un medio base tanto para la siembra y formación de protocormos como para el posterior desarrollo de las plántulas, consistente en 75 mg/l de fosfato de calcio, 75 mg/l de dihidrogenofosfato de potasio, 75mg/l de sulfato de magnesio y 6 g/l de agar ( el agar debe añadirse al medio cuando esta caliente, favorece su disolución y al enfriarse el medio liquido pasa a sólido quedándonos una consistencia del medio como gelatinosa por el efecto del agar) disueltos en 125 ml de agua destilada y añadiéndose 10mg/l de azúcar si es un medio para germinar y formar protocormos o 20mg/l si lo destinamos para un desarrollo posterior de las plántulas. Esto es el medio base que ahora enriquecemos o bien con la leche de coco o bien con el zumo de piña añadiéndose en ambos casos a razón de 50 ml /l es decir si hemos preparado 125 ml echamos 6, 25 ml o de zumo de piña o bien de leche de coco. En el caso de un medio de crecimiento para cada trasplante conforme las plántulas vayan creciendo se adicionan a razón de 100ml/l de leche de coco o zumo de piña más al medio, con el fin de ir enriqueciéndolo cada vez más y cubrir las necesidades nutricionales de las plántulas, cada vez mayores. El medio ha de ser esterilizado una vez preparado y ajustado el pH a 5,8 ya que el autoclave siempre baja 0,3 puntos y nos queda tras esterilizar a 5,5de pH que es el óptimo para el crecimiento.
    El zumo de piña no es abrir un brick y “pa dentro”, ellos lo han preparado de la siguiente forma, 5 piñas en una licuadora y el zumo obtenido filtrado y posteriormente desproteinizado mediante cocción durante 10 minutos, enfriar y conservar en el congelador (ya que no creo que muchos tengamos en casa una cámara para conservarlo a -80ºC).De la leche de coco no dicen nada, pero me imagino que el procedimiento será el mismo que para el zumo de piña.

    3.Germinación de las semillas y formación de minitubérculos

    Las semillas esterilizadas se pusieron en su medio de cultivo contenido en placas Petri como recipiente (las típicas placas redondas de cristal que son dos piezas que encajan para formar un compartimento estanco que permita el crecimiento de microorganismos), envueltas en papel de aluminio con el fin de mantener la oscuridad, incubadas a 25ºC entre un 60-70% de humedad relativa durante 3 meses. Los protocormos se transfirieron a Erlenmeyer de 200ml( los frascos de laboratorio que son como un embudo invertido pero con base también de cristal) de volumen conteniendo el medio de cultivo para crecimiento ( con el aporte extra de leche de coco o zumo de piña a razón 100ml/l) y se incuban a 25ºC en un ambiente de 60-70% de humedad relativa, con un fotoperiodo ( relación de horas de luz y oscuridad en 1 día) de 16 horas de luz y 8 de oscuridad para inducir el crecimiento de brotes y raíces, utilizándose para la iluminación tubos fluorescentes de luz blanca. Una vez que se obtuvieron nuevas raíces y hojas se transfirieron de nuevo a Erlenmeyer del mismo volumen con el mismo medio anterior pero poniendo entre 1 y 3 plantas por recipiente, manteniéndose asi durante 10 meses hasta darse la formación de los minitubérculos, los cuales fueron conservados a 4ºC hasta que fueron puestos en cultivo en botes.

    4. Diseño experimental y análisis estadístico

    Para llevar a cabo estos experimentos partieron de 5 placas Petri, cada una conteniendo 50 semillas maduras y 50 inmaduras. Cada placa fue considerada como una replica de la anterior. Así el proceso de callogénesis fue considerado como la suma de los porcentajes de semillas fértiles (es decir semillas que contenían embriones) en cada disco, que se desarrollaron hacia callo con rizoides o hasta protocormos. La formación de protocormos se tomo por tanto, como el porcentaje de semillas de cada placa que se desarrollaron hasta este estadío. Así, contaron tanto las semillas que llegaban a la callogénesis como a la formación del protocormo en cada placa. De esta forma una vez obtenidos los datos, se someten a varios análisis estadísticos, digamos que son como unos test que nos permiten evaluar nuestros datos obtenidos y saber si realmente se cumplen nuestras sospechas o no y con qué grado de certeza se cumplen, por decirlo así. Aquí, estos test se han centrado en valorar la influencia del tipo de semilla, genotipo de las mismas( La genética de la semilla) y los 2 tipos de medio de cultivo, así como la interacción entre estos factores a la hora de darse la callogénesis y formar los protocormos. De esta forma se evaluaron posibles diferencias en la callogénesis y en la formación de protocormos respecto del tipo de semilla utilizada (si era madura o inmadura) y medio de cultivo usado para cada especie de Ophrys utilizada.

    Resultados

    1.Callogénesis, formación de protocormos y desarrollo de plántulas

    Aproximadamente dos meses tras la fecundación, las cápsulas en desarrollo se tornan de color verde a un color amarillento. En este momento las semillas en el interior de la cápsula inmadura pasan de un color blanco a amarillento, mientras que las semillas maduras pasan a un color marrón. El hinchazón del embrión y la formación del tejido calloso son los primeros síntomas apreciables de la germinación in vitro. La formación de rizoides observada en muchos callos al final del segundo mes, fue seguida de la formación de brotes (en primer lugar) y raíces verdaderas (formación del protocormo) durante el tercer mes. En las especies de Ophrys utilizadas, tanto para semillas maduras como inmaduras, un alto porcentaje de tejido calloso falló a la hora de diferenciarse hasta el protocormo, sin embargo, casi todos los protocormos obtenidos que se transfirieron a un nuevo medio de cultivo se desarrollaron a plántulas( con lo cual parece ser que la fase critica del proceso es la obtención de protocormos a partir de las semillas).Tras el según transplante las plántulas se desarrollaron y formaron los minitubérculos. Ni la tasa de formación de los minitubérculos, ni el tamaño de los mismos fue uniforme y eventualmente algunas hojas de las plántulas se atrofiaban y se ponían mustias.

    2.Viabilidad de las semillas y su efecto en la callogénesis y la formación de protocormos

    Las semillas maduras de O. mammosa fueron las que obtuvieron un menor porcentaje de viabilidad (54%), mientras que las de O. lutea fueron las que obtuvieron un mayor porcentaje (98%). La menor viabilidad para semillas inmaduras se obtuvo para O. tricolor (68%) y la mayor para O. apifera (90%).Se realizaron los análisis estadísticos para ver la influencia de la viabilidad de las semillas ( tanto para maduras como para inmaduras), revelándose que la viabilidad tanto para las semillas maduras como inmaduras era un factor sin importancia o demasiada influencia en el proceso de callogénesis y posterior formación de los protocormos tanto para el medio de coco como para el de piña.

    3. Efecto del sustrato en la callogénesis, formación del protocormo y desarrollo de las plántulas

    En el caso de semillas maduras que han sido cultivadas en el medio de coco, los porcentajes de callogénesis van desde un 23% para O. speculum hasta un 87% para O. lutea, mientras que en semillas inmaduras el porcentaje más alto de callogénesis se obtiene para O. lutea con un 75% y el más bajo para O. corneta de un 11%.Las semillas inmaduras tienden a formar el tejido calloso en altos porcentajes tanto si usamos el medio de coco como el de piña. La callogénesis fluctuaba entre un 12 % para O. ferrum-equinum y un 96% para O. delfinensis cuando eran cultivadas en el medio de coco. Ambas especies mostraron un resultado similar si la cultivábamos en el medio con zumo de piña, obteniéndose un 13% y un 92% respectivamente para cada especie. Muchos de los tejidos callosos originados a partir de semillas maduras no se desarrollaron hasta el protocormo, así el porcentaje de semillas en medio de coco que se diferencio hasta protocormo fue entre el 15% para O. apifera y el 52% para O. spruneri. Esto se debería a que la frecuencia de formación de protocormos para una especie en cuestión no es la misma que la frecuencia de callogénesis en el sustrato(es decir que aunque se de la callogénesis luego puede abortar y por tanto no formar el protocormo, como decíamos antes parece ser ésta la fase crítica). En el caso del medio de zumo de piña, el porcentaje de tejido calloso que llegó hasta protocormos fue desde un 0.5% para O. lutea hasta un 33% para O. umbilicata y de nuevo se ve que la frecuencia de callogénesis no se corresponde con la de formación de protocormos.
    En semillas inmaduras, aunque el porcentaje de de callogénesis tiende a ser mayor que en el caso de semillas maduras, el porcentaje de formación de protocormos parece ser menor que en el caso de semillas maduras para ambos tipos de medio de cultivo. Excepto para O. speculum, la mayoría de tejidos callosos originados a partir de semillas inmaduras fallaban a la hora de diferenciarse a protocormos, incluso para algunas especies como O. argolica que han demostrado tener altos porcentajes de callogénesis.
    Muchas de las plántulas transplantadas y obtenidas a partir de ambos tipos de semillas, desarrollaron minitubérculos más grandes en el medio de piña que en el de coco. Los análisis estadísticos para relacionar la callogénesis con la formación de protocormos mostraron que no hay evidencias de significación en relación con el tipo de semilla utilizada ni con el medio. Sin embargo, otro análisis estadístico para comparar la callogénesis con la formación de protocormos reveló, que en muchas especies las semillas maduras e inmaduras se comportan de distinta forma, si las cultivamos en un medio de coco que en un medio de piña.

    Discusión

    Mediante cultivo asimbiótico podemos propagar numerosas especies de orquídeas terrestres (como en este caso) e híbridos y reintroducirlos bajo condiciones óptimas, en su ambiente natural. Aunque las semillas maduras tienen la ventaja de permanecer viables durante largos periodos de tiempo, éstas entran en dormición una vez que maduran. Por tanto las semillas inmaduras son mejores para este tipo de experimentos in vitro siempre que sepamos el tiempo de recolección antes de que las semillas entren en dormición. En la investigación tratamos el cultivo in vitro a partir de semillas maduras e inmaduras de 13 especies de Ophrys, usando un medio muy simple como base, al que se adiciona leche de coco o zumo de piña. Muchas semillas de especies de orquídeas, como las del genero Ophrys carecen de un embrión y endospermo por estar indiferenciado( el endospermo digamos que es el tejido de reserva que suele presentar una semilla con el fin de nutrir al embrión hasta que se desarrollen raíces y hojas y la planta pueda absorber nutriente y realizar la fotosíntesis por si misma, y aquí parece ser que cuando la semilla tiene el estimulo para germinar , en primer lugar empieza a diferenciarse el endospermo y el embrión que abarcaría la fase de callo y protocormo, en este último caso ya algo más diferenciado, que conduce entonces al desarrollo normal de la plántula).
    La viabilidad de las semillas de una cápsula a otra varía considerablemente y en muchas especies de orquídeas disminuye considerablemente durante el tiempo de almacenaje de las semillas. Ellos han detectado un porcentaje alto de semillas viables en la mayoría de especies de Ophrys analizadas, en comparación con estudios hechos para Dendrobium crumenatum (61%), sin embargo las diferencias en cuanto a genotipo y al tipo de semilla usada, no fueron significativas. Han seleccionado cápsulas bien desarrolladas como material y ello puede ser la explicación de los altos porcentajes de viabilidad obtenidos para las semillas. Debido a la falta de órganos de reserva que presentan las semillas de orquídeas, éstas necesitan de ciertos requerimientos especiales para su germinación, aparte de la irrigación. En este estudio, la ausencia de relación entre la viabilidad de las semillas y la formación de protocormo se corresponde con otros trabajos hechos para Epipactis helleborine y Cypripedium reginae y posiblemente nos indica la necesidad de requerimientos específicos que deben ser establecidos con el fin de obtener altas tasas de germinación.
    Durante la germinación, el tejido calloso se forma a partir del embrión hinchado y aparecen los rizoides que lo diferencian en el protocormo con brotes y raíces bien diferenciadas. Otro autor sugiere que la presencia de proteínas reguladoras durante estas fases puede ser indispensables para que se de el desarrollo. Nuestro estudio sugiere que el paso del callo a la diferenciación del protocormo es el más crucial en la regeneración de Ophrys in vitro, desde que se observó que la formación del protocormo era considerablemente menor que la callogénesis, para ambos tipos de semillas, especialmente en las inmaduras, al cultivarse en un medio enriquecido con zumo de piña. A pesar de la dificultad de analizar su constitución,los materiales orgánicos complejos como la leche de coco, zumo de piña y patatas son ricos en energía, y contienen vitaminas y hormonas vegetales en una proporción ideal para los medios de cultivo in vitro, lo cual se cumple también para numerosas especies de orquídeas. El análisis de la varianza (un análisis de tipo estadístico) confirmó las diferencias de comportamiento en semillas maduras e inmaduras en relación con la callogénesis y con la formación de protocormos. Ambos sucesos en el desarrollo están también en relación con la genética de la semilla. En otros géneros de orquídeas, las semillas de cápsulas inmaduras suelen germinar más rápido y en mayores proporciones que las mismas semillas obtenidas de cápsulas maduras, confirmándose entonces que aparte de la influencia de los factores externos, la callogénesis y la formación de protocormos están también influenciados por el genotipo. Una vez que se produce el paso de callo a protocormo, estos pueden continuar fácilmente el desarrollo hasta plántulas. Así el estado más crucial es la diferenciación de callo en brotes y raíces.
    En conclusión los resultados muestran que utilizar semillas maduras de Ophrys junto con un medio enriquecido con leche de coco, son los materiales más adecuados para la germinación in vitro, mientras que el medio enriquecido con zumo de piña es mejor para el desarrollo de plántulas. Este estudio permite recuperar plantas masivamente y reintroducirlas en aquellas zonas devastadas por acción del hombre. Los autores manifiestan que la mejora de este protocolo para la germinación con el fin de reducir el tiempo necesario hasta llegar a la plántula en desarrollo, esta en proceso de investigación.



    Bueno con esto termina el artículo pero he querido dejar para el final, algo que a todos nos gusta: las fotos. Más vale una imagen que mil palabras o aclaraciones que yo pueda hacer, así que os pongo las fotos y os explico a la vez un poquillo con el fin de atar conceptos que no hayan podido quedar claros.

    Fotos Ophrys.JPG

    Fig. a. Flor de Ophrys argolica

    Fig. b. Cápsula inmadura y bien desarrollada de Ophrys argolica tras dos meses de la polinización

    Fig. c. Semillas maduras de O. apifera antes de ser introducidas en agua destilada para romper la dormición (fijaos que son de color marrón cuando maduran)

    Fig. d. Sección longitudinal de la cápsula mostrada en la figura b, donde pueden apreciarse las semillas inmaduras (de color blanco) en su interior

    Fig. e. Estos son los callos (esa pelotita, que es la masa de células que primero se dividen para alcanzar un tamaño mínimo de células a partir del cual empezar a formar los órganos, pues como hemos dicho el embrión en la semilla no esta diferenciado y la diferenciación comienza con la germinación). Fijaos que estos callos ya han formado los rizoides que son esas raicillas que salen de las pelotitas, esta foto es del final del segundo mes tras inducir a la germinación a las semillas.

    Fig. f. Estos son los protocormos, que se forman al ir diferenciándose estructuras en el callo. Como os decía se adivina ya lo que son las raíces y el brote apical que dará lugar a las hojas, aunque éstas aun no se han formado como tales. La foto esta tomada tras 3 meses del inicio de la germinación.

    Fig. g. Plántulas donde se aprecian hojas, raíces y mini tubérculos, después de 4 meses tras la transferencia al primer Erlenmeyer

    Fig. h. Plántulas tras 6 meses y tras realizar el segundo trasplante a un nuevo Erlenmeyer

    Fig. i. Mini tubérculos formados 10 meses después de la segunda transferencia al Erlenmeyer

    Con esto pongo fin al artículo tras una buena currada (todo sea dicho de paso). Espero que tenga buena aceptación entre vosotros y que os pueda ser útil. Si es así me comprometo a ir colgando de vez en cuando artículos que puedan ser de vuestro interés, siempre que el tiempo me lo permita, con el fin de enriquecer más nuestro foro. Un saludo a todos.
     
  2. Karmelo

    Karmelo Aprehendiendo

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Foty, magnífico :5-okey:
    Menudo trabajo te has dado con el resúmen y explicaciones.
    Un saludo
     
  3. balmis

    balmis En la terreta

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    :5-okey: :5-okey:
     
  4. Alex

    Alex Orquiadicto

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Muy bonito e instructivo, pero me pido alguna de la primera hornada...

    Adelante con el proyecto y lo comentamos en Valencia...

    Saludos.
     
  5. Foty

    Foty

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Gracias por vuestros comentarios. Alex me temo que no podre ir a la expo, voy a estar bastante liado pero bueno, hablamos cuando podamos de las micorrizas.. Un saludo
     
  6. Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Muy bueno. Muchas gracias por el trabajo.
    Saludos
     
  7. kakijai

    kakijai

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Foty, tremendo, gracias.
     
  8. Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Te lo has currao, ya saber que te ayudamos aunque solo sea moralmente.

    muy bueno, si señor, este es nuestro chico.
     
  9. fcoloma

    fcoloma

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Ya lo tengo impreso... a ver si saco un ratito y lo leo con atención. Por cierto, a ver si te pasas por la planta cero (UA) y hablamos un rato. Y gracias!
     
  10. Foty

    Foty

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Gracias a todos por vuestro apoyo kakijai, May G, tambien acepto sugerencias, es decir si alguno tiene especial interes en algun tema en cuestion, que me lo diga y veremos a ver que se puede buscar.
    Fcoloma, me paso a verte por alli, pues ahora voy bastante por que estoy buscando cursos de libre eleccion pa ver si acabo ya la carrera. Un saludo a todos
     
  11. Gein

    Gein Gein

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Muy interesante! Una cosa o varias de las que acabo de aprender,gracias por el esfuerzo y la dedicación. Te debo una planta! y un café.
     
  12. fcoloma

    fcoloma

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Foty, Excelente! Me ha gustado mucho, sobre todo esas explicaciones que das para hacerlo más comprensible y ameno. Y lo bueno es que está al alcance de muchos el poder hacerlo en casa. Sería interesante poder llevarlo a cabo con especies de aquí. Además, da la casualidad que las ophrys me encantan!

    En fin, que gracias por el esfuerzo y quien sabe si en un futuro no muy lejano, me pongo a hacerlo. Por aquí estaré!
     
  13. Foty

    Foty

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Me alegro que os guste, no sabeis cuanto.Gein creo que el de micorrizas en orquideas de los bosques andinos te va a gustar, solo que es bastante más largo y tendre que hacer un nbuen resumen , pues tqampoco quiero que sea cansino con tanto rollo.
    Fcoloma ,la verdad es que tienes mucha razon en eso que dices.Yo queria de momentyo conservar las capsulas de Gein y Fuentelarosa como dice en el articulo. Tambien quiero combinar la composicion de los medios de cultivo dada en los post del foro con lo del zumo de piña o leche de coco.Si te animas, cuenta conmigo desde luego!
     
  14. Foty

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    decidme algun tema quer os interese....
     
  15. Foty

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    Re: Artículo:Germinación y desarrollo de plántulas in vitro en Ophrys

    Proxima entrega: Todo Micorrizas, lo estoy preparando...