ORQUIDEAS Y MEXICANOS SI SEÑOR!!!!!

POSEES UN HERMOSO PAPHIO.... FELIICDADES

 

GRACIAS DE ECHO ESA FLOR ES DE LA TEMPORADA ANTERIOR, YA LE ESTA SALIENDO LA NUEVA Y ESTA UN POCO MAS GRANDESITA ESTOY EMOSIONADO DE VER ESTA FLOR Y SI PUEDO CONSEGUIR OTROS EJEMPLARES PERO DE OTRO COLOR.

 

Hola Eloyr tus orquis estan chulas de bonitas, solo hay que esperar la nueva floracion, te mando muchos saludos a ti y a todas las personas que han estrado a este post, y la verdad k dios me los llene de bendiciones y salud en sus orquis y obviamente para ustedes...

 

HOLA A TODOS
POR PRIMERA VEZ ENTRO AL POST, MEXICANO, LOS FELICITO. HAN PRESENTADO FLORACIONES MUY BELLAS..

SIGAN ADELANTE.

SALUDOS.

 

Muy bellas flores, felicidades.

 

GRACIAS, ESPERO SEGUI OBTENIENDO MAS CON EL TIEMPO Y ASI TENER EN BUEN ESTADO SU FLORACION..

Y MUCHAS FELISIDADEZ A TODOS LOS DE ESTE FORO QUE HACIA FALTA, ENSERIO MUCHA SUERTE CHICOSY CHICAS...

 

Hola a todos, les mando mil saludos y bueno les kiero preguntar algo, asi ya esta bien la terapia de baño maria???? La verdad creo que ahora va bien pero tengo una gran duda... Las 2 raices que tiene mi phal, tiene que tocar el fondo de la maceta, los costados, o no tiene que tocar nada???

Por mientras, la maceta esta sellada con un palo de madera forrado de plastico para evitar la entrada del agua, y le he puesto varias piedras volcanicas (tezontle) para evitar que el agua ue se filtra toque las raices, y bueno hasta ahora ya sellaron las heridas y le he quitado el moho blanco por exceso de humedad, aki las fotos...




Aki esta la maceta sin piedras, solo con el palo de madera y el plastico.


Y bueno me pregunto si la podre poner dentro de este domo 3 veces mas alto que la pecera en que tengo la phal (60cm altura) para aumentar la temperatura o el calorcito y aparte tiene su tapita, sera bueno para que parezca un mini-invernadero???

 

Buenos dias

Los felicito amigos mexicanos poco a poco van mostrando floraciones espectaculares sigan adelante

 

Hola amigos, hoy estoy muy triste porque me robaron mi telefono movil, (celular) y ya no podre enviarles fotos de mis orquis porque con mi cel sacaba esas fotos y ahora me siento enojado y triste por la delincuencia que hay en Mexico, y no puede ser, me costo mucho trabajo comprar mi celular para que llegaran 2 tipos y me lo robaran, la verdad no encuantro consuelo pero gracias a Dios estoy vivo y bien, les dejo saludos y la mejor vibra y deseos en el mundo, los kiero a todos y les mando todo mi corazon...

 

Hola Alan!!!
Lamento mucho lo que te paso con el celu!! pero le agradezco a Dios que no te hicieron nada malo esos

Espero que puedas conseguir otro pronto asi vemos los avances de tus orquis!!

Te mando un besote!!

 

Enrique que bonitas floraciones tienes, la verdad estan maravillosas tus orquideas, espero visites de nuevo el post, y nos des nuevas noticias de tus orquis y saludos hasta la hermosa peninsula de Yucatan, bomba....

 

Hola a todos, les dejo foto de mi phalaenopsis violeta ojala les guste...


y estos son los avances de sus nuevos pimpollos en la misma vara con flores, pense k habia terminado de dar la floracion o de dar pimpollos, pero ahora estan creciendo poco a poco al final de la vara...

 

FERTILIZACION QUIMICA Y BIOLOGICA DE Phalaenopsis (Orchidaceae) EN
CONDICIONES DE INVERNADERO
Chemical and Biological Fertilization of Phalaenopsis (Orchidaceae) under Greenhouse Conditions
Jorge A. Espinosa Moreno, E. Araceli Gaytán Acuña1, A. Enrique Becerril Román,
David Jaen Contreras y Carlos Trejo López
RESUMEN
La nutrición en el cultivo de las orquídeas suele
convertirse en un problema relevante cuando existe
poco uso de fertilizantes y desconocimiento en la
forma de suministrarlos. Se reconoce que un eficiente
empleo de los mismos, entre otras ventajas, permite
acelerar el crecimiento vegetativo, aumentar la
precocidad en la floración y promover una
conveniente relación simbiótica con hongos
endomicorrízicos. Con base en lo expuesto, el
objetivo de esta investigación fue conocer los efectos
de cuatro fórmulas comerciales de fertilización, con y
sin micorrizas, sobre el desarrollo y crecimiento de
Phalaenopsis. Se utilizó tezontle rojo como sustrato.
El diseño estadístico utilizado fue en bloques al azar,
de ocho tratamientos y cuatro repeticiones. Las
fórmulas de los fertilizantes fueron: 20-20-20, 19-31-
17, 15-30-15 (solubles) y 13-13-13 (lenta liberación)
con y sin micorrizas, respectivamente. El tratamiento
19-31-17 sin micorrizas presentó mayor número de
botones en el primer muestreo, mayor número de
flores al momento del corte y 38 días de vida
postcosecha. El tratamiento 15-30-15 con micorrizas
produjo el mayor número de botones en el segundo
muestreo. La longitud de flores fue aceptable y de
calidad comercial, aunque de florecimiento tardío. En
este experimento se logró la micorrización de plantas
adultas de Phalaenopsis.
Palabras clave: Rhizoctonia solani, fertilizante,
micorriza.
INTRODUCCION
De los problemas más comunes e importantes
para el cultivo de orquídeas destaca la nutrición,
debido al poco uso de los fertilizantes y
desconocimiento de cómo suministrarlos
eficientemente para acelerar el crecimiento y
desarrollo vegetativo, aumentar la precocidad en la
floración, prolongar la vida postcosecha e incrementar
la calidad comercial. Por otro lado, la fertilización
adecuada de estas plantas permite el establecimiento
de una asociación simbiótica entre los hongos
endomicorrízicos y las raíces de las orquídeas, que
pueden reducir los requerimientos de los fertilizantes
y, en consecuencia, los costos de producción.
La nutrición puede ser mejorada por micorrizas.
Strullu (1982) menciona que el hongo micorrízico
estimula el crecimiento del hospedante; esta
particularidad es más significativa, cuanto más débil
es la concentración de nutrimentos en el medio. La
micorrización actúa especialmente en la nutrición
fosforada y, además, otros nutrimentos pueden estar
126 TERRA VOLUMEN 18 NUMERO , 2000
incluidos: zinc, azufre y potasio. En cuanto al
nitrógeno, amonio es la fuente principal, algunas
especies hongos micorrízicos poseen nitrato
reductasa, lo que posibilita el aprovechamiento de los
nitratos, aunque los mecanismos no son totalmente
conocidos (Plenchete, 1982).
Wang y Gregg (1994), al utilizar 20-8.6-16
(N-P-K), durante dos ciclos de floración, en tres
niveles (0.25, 0.5 y 1.0 g L-1) en forma soluble
aplicado en el agua de riego, observaron que las
plantas presentaron diferencias significativas en la
emergencia de la inflorescencia, días a floración, de
Phalaenopsis, siendo los mejores niveles 0.25 y
0.5 g L-1 y para la longitud del tallo 1.0 g L-1.
Manrique (1993) encontró que las orquídeas
necesitan pequeñas cantidades de fertilizantes, pues
tienen un crecimiento lento, e indica que en los
géneros Cymbidium y Phalaenopsis las aplicaciones
de 100, 50 y 25 mg kg-1 de N, K y Mg,
respectivamente, son óptimas. Para Cattleya se
obtiene un crecimiento óptimo con 50 mg kg-1 de N, P
y K. Salinger (1991) menciona para Cymbidium que
es posible utilizar fertilizantes de lenta liberación
como el Osmocote; estos fertilizantes pueden ser de
corto o largo plazo; los de corto plazo (1 a 4 meses)
aportan 70-31-58 g m-3 de N, P y K, respectivamente;
los de largo plazo (1 a 8 meses) aportan 360-52-200 g
m-3 de N, P y K. Cuando se cultivan las orquídeas en
corteza pura (2.35 a 4.75 mm de tamaño de partícula)
se adicionarán 2 kg de caliza dolomítica m-3 al
sustrato más un riego diario con una solución
nutritiva de 120 a 150N-30P-75K en mg L-1.
Plenchette (1982) menciona que el tipo de
micorriza presente en las orquídeas son endomicorrizas,
el simbionte fúngico corresponde a
Basidiomicetos, tales como Rhizoctonia, Tulasnella,
Thanatephorus y Ceratobasidium, cuando éstos se
establecen en las células del hospedero dan lugar a
una estructura en forma de ovillos o pelotones de
hifas, que en la naturaleza condicionan el desarrollo
del hospedante con las siguientes manifestaciones
biológicas que mejoran el desarrollo; el hongo
proporciona el carbono total o parcialmente cuando la
planta está en etapas no autotróficas, y también
protección contra enfermedades (Plenchette, 1982).
Con base en lo expuesto, la presente investigación
tuvo como finalidad conocer los efectos de cuatro
fórmulas de fertilización con y sin micorrizas sobre el
desarrollo del híbrido Phalaenopsis.
MATERIALES Y METODOS
Localización del Sitio Experimental
El experimento se estableció en octubre de 1996
en condiciones de invernadero. La temperatura en el
invernadero se mantuvo entre una máxima de 29 °C y
una mínima de 12 °C. Para ese propósito se utilizó un
sistema de enfriamiento de aire con paneles húmedos
durante el día (NPC, negative pressure cooling).
Durante la noche se utilizó un sistema de calefacción
con quemadores de gas. La radiación global mensual
para 1996 (de octubre a diciembre) fue de 453.73
cal cm-2 día-1 y para 1997 (de enero a septiembre) de
499.17 cal cm-2 día-1 (Servicio Meteorológico del
Colegio de Postgraduados), y una humedad relativa
ajustada a 75%.
Materiales Utilizados
Se utilizó un híbrido interespecífico, producido in
vitro y sin inoculación del endosimbionte en el vivero
Xicoflor en el municipio Agua Fría, estado de Puebla.
Como sustrato se utilizó tezontle con las siguientes
características físico-químicas: conductividad
eléctrica (CE) 0.310 dS m-1; pH 5.20; Dap 0.54 g
cm-3; Dr 1.76 g m-3; cationes solubles: Ca 0.82; Mg
0.54; Na 0.54 y K 1.73 (cmol L-1). El tezontle se
esterilizó con H2SO4 al 4% después se enjuagó con
agua destilada. Previo al transplante, las plantas (de
tres años de edad) se sumergieron en una solución de
captán al 2%. Después se enjuagaron con agua
destilada estéril. En macetas de 15.24 cm de diámetro,
a las cuales se les adicionó tezontle hasta la mitad, se
colocó la planta que venía a raíz desnuda, y se
procedió a llenar las macetas con tezontle, dejando
bien fijas las plantas e inmediatamente se aplicó un
riego pesado sin solución nutritiva.
Manejo del Experimento
El experimento se inició el 22 de octubre de 1996
y se concluyó el 30 de abril de 1997. Las mezclas de
fertilizantes se prepararon de acuerdo con las
fórmulas establecidas por el proveedor, y se aplicaron
dependiendo del tipo de fertilizante, se realizaron tres
aplicaciones en el caso del Osmocote de liberación
lenta (1 g por maceta cada mes) y los
fertilizantes
ESPINOSA ET AL. FERTILIZACION QUIMICA Y BIOLOGICA DE Phalaenopsis EN CONDICIONES DE INVERNADERO 127
Peters y Orchids (1.75 g en 4 L de agua) al realizar la
disolución se usó la misma agua del productor y se
estandarizó a pH de 5.7. Las plantas recibieron un
riego cada siete días o cuando el sustrato se observó
completamente seco; no se realizó un control de
plagas y enfermedades; las malezas se controlaron en
forma manual.
Arreglo y Diseño Experimental
Se utilizó un diseño experimental en bloques al
azar con ocho tratamientos y cuatro repeticiones. Los
tratamientos resultantes de la combinación de las
dosis de fertilización y la inoculación o no de
micorrizas se describen a continuación: a) Peters: 20-
20-20 sin micorriza (SM) testigo; b) Orchids: 19-31-
17 SM; c) Peters: 15-30-15 SM; d) Osmocote: 13-13-
13 SM; e) Peters: 20-20-20 con micorriza (CM); f)
Orchids: 19-31-17 CM; g) Peters: 15-30-15 CM; h)
Osmocote: 13-13-13 CM.
Variables Estudiadas
Días a floración. Se consideró desde el inicio del
experimento hasta lograr la floración, cuando en la
inflorescencia se abría la primera flor.
Longitud de flor. Esta variable se tomó en la primera
flor de la inflorescencia, tomando en cuenta una línea
horizontal a la mitad de la flor contrario a su plano de
simetría de la misma (simetría bilateral), expresada en
centímetros.
Días al corte de la inflorescencia. Se considera
desde el inicio de la investigación hasta que abrieron
tres flores en la inflorescencia.
Número de flores al corte de la inflorescencia. Para
realizar el corte de la inflorescencia se tomó un
promedio de tres flores abiertas mínimo y también se
consideraron los botones próximos a abrir (estos
últimos se reconocieron por el tamaño y cambio de
color).
Número de botones al corte de la inflorescencia. Se
efectuaron dos muestreos para esta variable: el
primero el 20 de marzo de 1997 y el segundo el 10 de
abril del mismo año; se contaron los botones
presentes en las inflorescencias al momento del
muestreo, sin tomar en cuenta las flores y los botones
abortados.
Determinación de la concentración de nutrimentos
en diferentes órganos de las plantas, N, P, K y Ca.
Esta variable se determinó al final de la investigación
en raíces, hojas, escapos y flores. Para ello se lavaron
las muestras con agua destilada y se enjuagaron con
agua desionizada, posteriormente se secaron por 72 h
a 70 °C para obtener la materia seca, la cual se obtuvo
de la mezcla de las tres repeticiones de cada
tratamiento y se sometieron a digestión húmeda. Se
determinó nitrógeno por el método de microkjeldahl
(Chapman, 1973), determinación de fósforo total
mediante el método de vanadato-molibdato amarillo
(Chapman, 1973), determinación de potasio, calcio y
magnesio por absorción atómica (Bradfield y Spencer,
1965).
Vida postcosecha y calidad para Phalaenopsis. Se
preparó una solución con el preservador Classico
chrysal 1.2 g L-1 en agua destilada. En tubos de
ensaye (25 X 150 mL) se colocaron los tallos florales
(escapos) en condiciones ambientales no controladas;
la calidad de la planta se evaluó por longitud de flor y
vida de postcosecha.
Inoculación en plantas. Para Phalaenopsis se usó
una dosis de 100 esporas de Rhizoctonia solani por
planta. El hongo fue proporcionado por el Laboratorio
de Fitopatología del Instituto de Fitosanidad del
Colegio de Postgraduados. La inoculación se realizó
mediante el método de inyección con jeringa
hipodérmica; para ello se insertó la aguja en el
pseudobulbo y se inyectó la suspensión de esporas a
nivel del cortex.
Intensidad y grado de colonización micorrízica. Se
utilizó la metodología de Phillips y Hayman (1970)
para evaluar la intensidad y grado de colonización de
los tejidos por el hongo; mediante microscopía
electrónica de barrido y de transmisión, además se
usó la microscopía fotónica propuesta por Duddridge
y Read (1982). Los tejidos se fijaron en FAA
(formaldehido, ácido acético, etanol), la inclusión se
hizo con parafina histológica. Las secciones del tejido
se hicieron de 8 y 12 μm; los cortes se tiñieron con
safranina y verde fijo. La observación microscópica
de la superficie de la hifa fue facilitada por la acción
del ácido tricloroacético, seguido por el
blanqueamiento del tejido fungal en la noche con
dioxano-ácido propiónico.
Análisis de Datos
En las variables dependientes de los tratamientos
se realizó un análisis de varianza para un arreglo de
bloques completos al azar y la comparación de medias
se realizó mediante la prueba de Tukey a un nivel de
128 TERRA VOLUMEN 18 NUMERO , 2000
significación de 95%, a excepción de las variables
vida postcosecha, días al corte de la inflorescencia de
Phalaenopsis y determinación de la concentración
foliar de N, P, K y Ca.
RESULTADOS Y DISCUSION
La evaluación de las variables estudiadas se
realizó a partir de que se estableció el experimento
(22 de octubre de 1996) hasta que se cosecharon las
inflorescencias (30 de abril de 1997).
Días a Floración (DFLO)
El análisis de varianza indicó que no hubo
diferencia significativa entre los tratamientos de los
fertilizantes utilizados; en el tratamiento 13-13-13 sin
micorriza (SM) los días a floración se presentaron a
los 132.25 días de su inicio, mientras en el
tratamiento 20-20-20 SM la floración se presentó a
los 184 días. Wang y Gregg (1994), estudiando dos
ciclos de floración para Phalaenopsis, utilizando 0.25,
0.5 y 1.0 g L-1 de fertilizante soluble “Peters” (20-8.6-
16.6) en cada riego, obtuvieron un intervalo de 123 a
124 días a la floración para el primer ciclo, y de 96 a
99 días para el segundo ciclo. Cabe señalar que en el
presente estudio sólo se estudió un ciclo de floración
(Cuadro 1).
Días al Corte de la Inflorescencia (DCOR)
No se encontraron diferencias significativas entre
los tratamientos estudiados. El de menor número de
días al corte fue el tratamiento 13-13-13 con
micorriza (CM) (183.5 días) y él de más días fue 15-
30-15 CM (192.5 días).
Número de Flores al Corte de la Inflorescencia
(FLO-CO)
Esta variable presentó diferencias altamente
significativas entre tratamientos al realizar la
comparación de medias de Tukey. Los tratamientos
19-31-17 y 15-30-15 CM (3.5 y 3.25 flores,
respectivamente) presentaron el mayor promedio en
número de flores al momento del corte, efectos
probablemente atribuibles al contenido de P en su
formulación; en tanto que el tratamiento 13-13-13
(0.50 flores) presentó el menor promedio en el
número de flores, así como mayor senescencia de
botones y menor cantidad de inflorescencias
cosechadas. Similar efecto se observó en el
tratamiento 20-20-20 CM (0.75 flores), aunque éste
tuvo flores de mayor calidad.
Las especies de Phalaenopsis difieren en el
número de flores en la inflorescencia (Sessler, 1978;
McVaugh, 1985; Krisa, 1993; Kuang y González,
1993), de las cuales además se han originado muchos
híbridos interespecíficos con una gran variedad en el
número de flores. Wang y Gregg (1994) mencionan
que en un estudio realizado durante dos ciclos de
floración se obtuvieron el promedio de seis a
ocho flores para el primer ciclo y de 0.5 a 7.8 para el
segundo ciclo. En esta investigación el criterio para el
número de flores se consideró a dos variables: días al
corte de la inflorescencia (FLO-CO), y vida de
postcosecha (UPOST) en que llegaron a abrir nuevos
botones florales lo que representó un valor intermedio
(3.5 flores), debido a que el origen de estas plantas
es
Cuadro 1. Relación hoja/raíz promedio por tratamiento y medias de variables de producción en plantas de Phalaenopsis.
Tratamiento H/R† FLO-CO B1 B2 B3 DFLO DCOR VPOST PINF
15-30-15 CM 0.660 3.25 5.75 5.5 0.50 178.50 192.5 33.0 16.18
13-13-13 SM 0.565 0.50 4.25 1.5 4.50 132.25 190.0 25.0 2.89
15-30-15 SM 0.451 2.66 5.66 5.5 4.00 180.33 188.0 21.7 21.83
19-31-17 CM 0.614 1.75 3.75 3.5 1.50 133.50 185.0 34.6 10.42
20-20-20 SM 0.486 2.25 4.50 4.0 2.00 184.00 188.7 30.0 15.36
19-31-17 SM 0.438 3.50 5.75 4.2 1.25 178.50 185.7 38.0 19.20
20-20-20 CM 0.493 0.75 5.00 3.0 6.00 179.00 187.5 21.5 4.99
13-13-13 CM 0.307 1.75 4.75 2.2 1.75 174.25 183.5 27.7 12.52
† H/R = Relación hoja/raíz peso seco.
DFLO = Días a floración.
FLO-CO = Número de flores al corte.
DCOR = Días al corte de la inflorescencia.
B1 = Número de botones 1er corte y muestreo.
VPOST = Vida postcosecha, en d.
B2 = Número de botones 2o corte y muestreo.
PINF = Peso de la inflorescencia, en g.
B3 = Número de botones en abscisión.


in vitro y se desarrollaron en condiciones ambientales
diferentes a las realizadas por los autores citados.
Número de Botones al Corte de la Inflorescencia
(B1, B2)
Aunque no se presentaron diferencias
estadísticamente significativas, se pueden observar
diferencias numéricas entre los tratamientos. Las
fórmulas 19-31-17 SM, 15-30-15 CM y 15-30-15 SM
con 6.75, 5.75 y 5.66 botones por inflorescencia,
respectivamente, para el primer muestreo; para el
segundo muestreo 5.5, 5.5 y 4.25 botones para los
tratamientos 15-30-15 SM, 15-30-15 CM y 19-31-17
SM, respectivamente, fueron los tratamientos que
presentaron el mayor número de botones en los
muestreos realizados.
Los tratamientos que presentaron mayor número
de botones corresponden a las dosis altas de fósforo
en su formulación 15-30-15 y 19-31-17, con 22.5 y
23.25 μg g-1, respectivamente. Estas fórmulas son
apropiadas para floración (Sessler, 1978; Kuang y
González, 1993).
Número de Botones en Abscisión
Existieron inflorescencias en las cuales la mayoría
de los botones fueron abortados, como fue el caso de
los tratamientos 13-13-13 SM y 20-20-20 CM,
trayendo como consecuencia la disminución del
número de flores al momento del corte; los
tratamientos con menos botones en abscisión
corresponden a 19-31-17 CM, 19-31-17 SM y
15-30-15 CM. Este fenómeno se empezó a presentar
desde el 10 de abril de 1997 hasta el corte de la última
inflorescencia en todos los tratamientos, sin embargo,
al realizar el análisis estadístico no hubo diferencias
significativas.
Las posibles causas de la abscisión pueden ser:
Las concentraciones a nivel crítico o bajo de calcio
son 2.0 ó 1.0 a 1.49% en hojas según Reuter y
Robinson (198 y Benton et al. (1991),
respectivamente. Por lo tanto, la deficiencia de este
nutrimento pudo causar abscisión de flores, así lo
consideran Hewitt (1963), Millikan y Hanger (1964) y
Nightingale y Smith (196. En esta investigación el
promedio encontrado en hojas SM o CM fue de 0.61
ó 0.66 mg g-1 siendo bajo respectivamente (Cuadro 2);
no se controló calcio, sólo se utilizó la dosificación
empleada por los productores, lo cual permite
concluir que el nivel de calcio en botones no fue el
óptimo.
Además, donde se realizó el experimento, para
controlar las bajas temperaturas, se recurrió a un
sistema de calentamiento con quemadores de gas, se
estima que se presentaron diferentes concentraciones
de etano, propileno y etileno (Hiclenton, 198, que
pudiendo haber propiciado la abscisión, en particular
el etileno que es reconocido por su capacidad de
inducir senescencia de flores, entre ellas la de algunos
géneros de orquídeas (Danula y Reid, 1985).
Longitud de la Primera Flor
Para esta variable no se presentaron diferencias
estadísticas entre los tratamientos en estudio, pero
numéricamente el tratamiento 15-30-15 SM presentó
la mayor longitud (8.9 cm) y los tratamientos 20-20-
20 CM y 13-13-13 SM (ambos con 4 cm) fueron los
de menor longitud.
La American Orchid Society (198 indica como
longitud promedio para flores de Phalaenopsis
7.8 cm; en este estudio se registró un promedio de
8.4 cm para los mejores tratamientos, cuyo efecto está
asociado con mayor contenido de fósforo.
Vida Postcosecha
Para esta variable el tratamiento con mayor
número de días de postcosecha fue el 19-31-17 SM
(38 días). El de 20-20-20 CM tuvo el menor período
(21.5 días); sin embargo, este tratamiento superó el
período de postcosecha de la inflorescencia producida
por el testigo. Se incluyó para fines de comparación
una exposición durante 15 días de vida de florero en
las mismas condiciones. No se hizo análisis
estadístico de estos datos. Los resultados obtenidos
concuerdan con lo mencionado por Goh y Arditti
(1981) quienes dicen que para esta planta las flores
tienen una longevidad de 35 días, sin mencionar si es
de vida postcosecha en maceta o florero (Cuadro 1).
Concentración de Nutrimentos en Raíces, Hojas,
Escapos y Flores
Se encontraron diferentes concentraciones de
nutrimentos en los órganos de las plantas de
Phalaenopsis (Cuadro 2). Smith (198 indica que las
diferencias genotípicas, edad del tejido y la
interacción de los nutrimentos con el ambiente son
130 TERRA VOLUMEN 18 NUMERO , 2000
factores que influyen en la concentración de los
nutrimentos en una planta. Benton et al. (1991)
mencionan que la concentración de los nutrimentos
difiere no solamente entre plantas, sino también en los
órganos de la misma, el estado fisiológico del tejido,
posición del tejido en la planta y disponibilidad de los
nutrimentos en el sustrato, lo cual se corrobora con
los resultados obtenidos. Partiendo de la premisa y
observaciones realizadas por los autores citados, se
puede apreciar que la concentración de N, P y K en
raíces de plantas micorrizadas fueron concentraciones
más altas de estos nutrimentos en todos los
tratamientos a excepción del tratamiento 19-31-17
CM (Cuadro 2). Barea (1991) considera que el
incremento del contenido de nitrógeno en las plantas
micorrizadas está relacionado con la nutrición
fosforada que promueven las micorrizas al aumentar
la concentración de fósforo en las plantas, se
satisfacen los elevados requerimientos de ATP que
conlleva el proceso de fijación de N2. En hojas, el P y
K presentan los valores más altos en los tratamientos
20-20-20 CM y 19-31-17 CM; basándose en la tabla
de interpretación de concentración foliar de Benton et
al. (1991), los niveles nutrimentales encontrados
(Cuadro 2) son suficientes. En flores se observó que
los niveles de N, P y K en los tratamientos 13-13-13
CM y 19-31-17 CM tuvieron las concentraciones más
elevadas de estos nutrimentos (Cuadro 1). Lo anterior
permite concluir, a falta de tablas de interpretación
para raíces y flores, que la combinación de
fertilización, con inoculación de micorrizas, trae
como consecuencia una respuesta positiva en la
producción de orquídeas (Poole y Seeley, 197.
Observación y Muestreo de Micorrizas en las
Raíces
En el microscopio se observaron la formación de
los pelos epidérmicos y la división del meristemo
apical, posteriormente se diferenció un meristemo
corto y se aumentó considerablemente, indicando el
firme establecimiento de la condición simbiótica. La
proliferación del hongo se restringió a la región
cortical, sin embargo, en la región central de la raíz, el
hongo sufrió una desorganización celular y el grosor
de la hifa perdió su forma regular. Con la división de
células en el meristemo, la hifa rápidamente penetró
las nuevas células y comenzó la formación de
los pelotones, los cuales se digirieron durante
el
Cuadro 2. Concentración de nutrimentos en diferentes
órganos de plantas de Phalaenopsis (mg g-1).

Tratamiento† N P K Ca

Raíces
13-13-13 SM 16.1 4.0 16.1 0.64
20-20-20 SM 21.4 5.3 15.1 0.52
15-30-15 SM 17.5 5.0 13.1 0.05
19-31-17 SM 20.0 8.3 20.0 0.43
13-13-13 CM 19.6 4.5 19.0 0.43
20-20-20 CM 23.1 6.5 24.3 0.39
15-30-15 CM 19.3 7.0 19.4 0.34
19-31-17 CM 17.9 8.1 15.7 0.67

Hojas 13-13-13 SM 20.3 4.3 17.4 0.84
20-20-20 SM 23.5 5.0 30.5 0.72
15-30-15 SM 16.1 7.8 23.3 0.25
19-31-17 SM 18.6 5.3 31.4 0.63
13-13-13 CM 20.7 0.4 24.9 0.63
20-20-20 CM 19.3 5.3 42.6 0.59
15-30-15 CM 15.1 4.7 21.3 0.54
19-31-17 CM 17.9 5.9 40.0 0.87
Escapos

13-13-13 SM 19.6 5.5 25.6 0.08
20-20-20 SM 20.3 5.8 24.6 0.09
15-30-15 SM 17.5 7.2 29.8 0.10
19-31-17 SM 19.3 0.5 20.3 0.10
13-13-13 CM 18.4 2.8 25.6 0.07
20-20-20 CM 16.8 0.5 22.0 0.06
15-30-15 CM 13.7 5.5 33.5 0.07
19-31-17 CM 18.2 5.0 12.8 0.06

Flores
13-13-13 SM 13.3 0.8 53.1 0.19
20-20-20 SM 20.0 0.7 48.2 0.17
15-30-15 SM 16.1 0.6 43.6 0.12
19-31-17 SM 10.5 7.8 44.2 0.02
13-13-13 CM 17.5 4.5 42.2 0.12
20-20-20 CM 9.1 0.8 50.3 0.16
15-30-15 CM 15.4 0.7 43.0 0.16
19-31-17 CM 19.3 6.7 47.8 0.08

† SM = sin micorrizas. CM = con micorrizas.
crecimiento de las plantas. Conforme, las raíces
absorbentes eran formadas por las plantas y fueron
infectadas por el hongo de los tratamientos 15-30-15
CM y 13-13-13 CM.
Con base en los resultados obtenidos se puede
mencionar que las dosis y las formulaciones de
fertilización influyen en la eficiencia de la micorriza.
Por ejemplo, en el Cuadro 1 se puede comparar el
efecto inducido por el tratamiento 15-30-15 CM en
las variables de producción en relación con el
tratamiento 19-31-17 CM. Son evidentes las ventajas
del primer tratamiento antes mencionado.
ESPINOSA ET AL. FERTILIZACION QUIMICA Y BIOLOGICA DE Phalaenopsis EN CONDICIONES DE INVERNADERO 131
CONCLUSIONES
1. El tratamiento 19-31-17 SM presentó mayor
número de botones en el primer muestreo, mayor
número de flores al momento del corte y 38 días de
vida postcosecha.
2. El tratamiento 15-30-15 CM presentó la relación
hoja/raíz peso seco más alta, produjo el mayor
número de botones en el segundo muestreo, el menor
número de botones en abscisión; la longitud de flores
fue aceptable y de calidad comercial, aunque de
florecimiento tardío.
3. La concentración de N, P y K en raíces de las
plantas micorrizadas tuvieron los valores más altos de
estos nutrimentos en los tratamientos 13-13-13 CM,
20-20-20 CM y 15-30-15 CM.
4. Se comprobó la micorrización de las plantas
adultas de Phalaenopsis con Rhizoctonia solani en los
tratamientos 15-30-15 CM y 13-13-13 CM:
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IMPORTANCIA DE LOS ABONOS Y SU APLICACION EN LAS ORQUIDEAS

Los abonos, aportan los elementos nutritivos. Son fundamentales para las orquídeas ya que los soportes en los que son colocadas son inertes y por tanto faltos de elementos nutritivos.

En la naturaleza las orquídeas, no tienen una gran cantidad de elementos nutritivos y sobreviven con los pocos elementos que logran encontrar en el agua pluvial y de lo que encuentran entre las cortezas de los árboles como material orgánico en descomposición.

¿Cuáles son los elementos químicos importantes?

Carbono, Oxígeno, Hidrógeno, son tomados del aire y del agua y son utilizados en la fotosíntesis clorofílica. Soy en cambio retirados del sustrato todos los elementos principales qué entran en la constitución de los tejidos vegetales el Nitrógeno (N), el Fósforo (P) y el Potasio (K) utilizados para crear azúcares, aminoácidos, proteínas, grasas, vitaminas, etc.; el Calcio (Ca) para la construcción de las paredes celulares; el Magnesio (Mg) para la creación de la clorofila y Azufre (S).

Además de este, hay una serie de microelementos, tal como Cobre (Cu), Cinc (Zn), Boro (B), Hierro (Fe), Cobalto (Co), Molibdeno (Mo) y Manganeso (Mn), también ellos tomados del sustrato y importantes, aunque si en mínima cantidad por los procesos biológicos y bioquímicos de la planta.

La cantidad de estos elementos químicos necesarios a las plantas no es constante durante su período de vida pero varia en función no sólo de la luz, de la temperatura y de la humedad sino también según la fase del ciclo de desarrollo de la planta.

Además recordemos que el agua es el vehículo por el que las plantas absorben los varios elementos pues si la planta por cualquier razón no es capaz de absorber el agua, no absorberá tampoco los elementos nutritivos qué se acumularán en el sustrato, lo que le afectará.

Todas las plantas absorben el agua por dos razones fundamentales:

1) porque respiran (transpiración), por tanto a mayor temperatura y a menor humedad del aire más transpiran y más necesitan agua;

2) las plantas utilizan el agua en los procesos de la fotosíntesis clorofílica dónde seis moléculas de agua se unen a seis moléculas de anhídrido carbónico y con la energía provista por la luz del sol forman seis moléculas de Oxígeno y una molécula de glucosa que será transformado por la planta para crear los elementos necesarios a su desarrollo (otros azúcares, aminoácidos, proteínas, grasas, vitaminas, etc.) De este modo las plantas crean nuevas células y por lo tanto crecen.
Esquema simplificado de la fotosíntesis clorofílica


Qué conclusiones se obtienen de estas consideraciones: si la planta no tiene luz suficiente no cumple la fotosíntesis y por lo tanto no crece y que no absorbe el agua y los elementos nutritivos en ella contenida.

Es evidente que durante el verano (períodos más largos de luz) la planta trabaja de más y por tanto necesita una mayor cantidad de elementos nutritivos mientras en otoño (menor cantidad de luz) la planta trabaja a ritmo ralentizado por lo que los abonos tendrán que disminuir hasta ralentizar completamente durante el invierno. Todo esto obviamente refiriéndonos a condiciones de vida natural, vale a decir no controlado como pueden ser los invernaderos.

Tenemos presiente una cosa. Cuando la planta se está despierta del descanso vegetativo, comienza a crear nuevos botones; los viejos peseudobulbos se marchitan porque sus reservas nutritivas son utilizadas por la supervivencia de los nuevos botones hasta cuando crezcan los suficiente para ser autónomos. Durante este período la planta debe ser mantenida adecuadamente seca para evitar la putrefacción de los jóvenes botones o sea sin abono. Cuando se hayan desarrollado las raíces de los nuevos botones y se hayan adherido al sustrato, retomar los riegos y los abonos teniendo cura de aportar discretos cantidades de Nitrógeno que favorecen el crecimiento y este hasta cuando el nuevo pseudobulbo se haya formado y será bonito túrgido.


Cuál, cuánto y cuando suministrar los abonos a nuestras orquídeas.

Los abonos a utilizar por las orquídeas tienen que ser hidrosolubles, vale a decir solubles en el agua.

Para favorecer la reanudación vegetativa de la planta, se suministra a la orquídea una mayor cantidad de Nitrógeno (N) y se usa la fórmula 30:10:10 (N:K) qué quiere decir: 30 partes de Nitrógeno, 10 partes de Fósforo (P) y 10 partes de Potasio (K). Generalmente se realizan una o más dosificaciones en primavera con esta combinación.

Para favorecer una mayor floración se disminuye el nitrógeno y se aumenta el Fósforo y el Potasio y se usa por tanto la fórmula 10:30:20.

Durante los otros períodos se usa la fórmula balanceada 20:20:20 o 18:18:18.

Como se suministran los abonos a las orquídeas

Se pueden utilizar diluyendo el abono en el agua de riego o abonos que son suministrados a las hojas.

Los abonas al suministro radical, suministrados con el agua de riego son absorbidos por las raíces mientras los abonos foliares son absorbidos por los estomas de las hojas y deben ser distribuidos por nebulizadores para evitar que resbalen fuera. Generalmente los abonos foliares están a elevada solubilidad (para no dejar residuos) y alta absorción (las cantidades que la planta logra absorber son notablemente inferiores a las absorciones por vía radical que están muy concentrados y fácilmente asimilables). Entre los dos tipos de abono (en comercio existen las dos formas separadas) no hay sustanciales diferencias.

Usar un tipo u otro es casi indiferente y depende de las elecciones de cada uno. Por ejemplo puede depender del tipo de forma de cultivo de la orquídea. En efecto si la orquídea es cultivada en balsa o en cestos suspendidos puede ser difícil un abono radical y en ese caso se tendrá que adoptar un abono foliar aunque sería preferible encontrar un compromiso entre los dos tipos de abono si el abono radical es problemático.

Los abonos suministrados por vía radical deben ser diluidos en el agua en porcentaje muy bajo, 1 gr/l de agua si usaran cada 20-30 gg o 1/2 gr/l de agua si usaran cada 2 semanas. En todo caso no superar nunca 1 gr por litro de agua.

Es recomendable que los abonos por la orquídea sean efectuados cuando el sustrato está húmedo y en los primeros días, no dejes nunca secar completamente el sustrato ya que se tendría una excesiva concentración de las sales minerales. Sería oportuno que después de un cierto número de abonos (4 o 5) se proceda a un riego sin abono de modo que aclarar el sustrato y bajar la concentración salina.

Obviamente estas indicaciones se refieren a sustratos inertes, es decir que no aportan ningún elemento nutritivo a la orquídea. Las dosis deberán ser disminuidas en caso de que se utilice un sustrato no inerte.