Tablón de informaciones relativas a plagas, enfermedades y fitosanitarios...

Tema en 'Varios temas sobre plagas' comenzado por jlnadal, 5/1/10.

  1. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    logoareeirob.jpg
    logoareeiro.gif


    Publicado un Aviso Fitosanitario.

    http://www.efa-dip.org/es/Servicios/Info_Fitosanitaria/Avisos/ultimo.htm


    Actualizada la galeria fotografica de Plagas y Enfermedades » Vid » Polillas del racimo.

    http://www.efa-dip.org/es/servicios...th+-+Couza+do+acio/Orificio+oruga+polilla.jpg


    Actualizada la galería fotográfica: Plagas y Enfermedades » Vid » Black Rot.

    http://www.efa-dip.org/es/servicios...lack+Rot/Daños+black+rot+racimo+Ribeiro+2.jpg


    Actualizada la galería fotográfica: Clima y Cultivos

    http://www.efa-dip.org/es/servicios...MA+E+CULTIVOS/Rajado+fisiológico+botritis.jpg



    Jose Luis
     
  2. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    andalucia.png
    andaluciabis.jpg



    Autorización Provisional en Producción Integrada en Olivar

    Autorización Provisional en Producción Integrada del producto fitosanitario Scorpio con nº de Registro 24.918 como fungicida en el control de aceituna jabonosa

    fl7w.jpg



    te9d.jpg




    Autorización Provisional en Producción Integrada en Pimiento


    Autorización Provisional en producción integrada a base de flonicamida 50%, como insecticida para su aplicación en pimiento bajo abrigo, contra pulgones.


    6g15.jpg


    r314.jpg
    iwdc.jpg
    la6b.jpg
    fgi3.jpg




    Autorización Excepcional del MAGRAMA en Almendro


    Autorización Excepcional de productos fitosanitarios con clorpirifos y tiacloprid en almendro


    zamg.jpg


    nxe6.jpg
    l1ic.jpg
    njgp.jpg


    Actualidad Fitosanitaria

    Condiciones favorables para el desarrollo de pyricularia


    La recolección de la remolacha azucarera en Andalucía entra en su recta final


    Envero en vid: Síntomas de podredumbre gris


    Aumento de las actividad de Mosca del Olivo


    Ver anteriores...

    Noticias



    Jose Luis
     
  3. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *


    Recordatorio


    logomagrama.png
    Registro de Productos Fitosanitarios

    Autorización Excepcional del Uso de Etoxiquina


    u4z3.jpg
    gl3a.jpg
    dtqn.jpg


    logoeupestdb.jpg
    EU Pesticides Database

    Reglamento de Ejecución (UE) n ° 540/2011 de la Comisión, de 25 de mayo de 2011 , por el que se aplica el Reglamento (CE) n ° 1107/2009 del Parlamento Europeo y del Consejo en lo que respecta a la lista de sustancias activas autorizadas Texto pertinente a efectos del EEE


    logomagrama.png
    Registro de Productos Fitosanitarios

    LISTA COMUNITARIA DE SUSTANCIAS ACTIVAS INCLUIDAS,
    EXCLUIDAS Y EN EVALUACIÓN COMUNITARIA



    Consulta por Plagas

    PATÓGENOS DE PLANTAS DESCRITOS EN ESPAÑA

    LOS ENEMIGOS DE LOS CULTIVOS Y DE LAS ESPECIES FORESTALES: DAÑOS QUE PRODUCEN


    Manual de Buenas Prácticas Agrícolas en Aplicación de Fitosanitarios

    logoaecologica.jpg

    Sustancias Agricultura Ecológica mensajes 2347,2348

    logoeurlex.png

    Ley Comercialización de Productos Fitosanitarios Marzo 2013 ver y ver



    Jose Luis
     
  4. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    Boletín Fitosanitario de Agosto



    fr6t.jpg

    Leer


    Anteriores



    Jose Luis
     
  5. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

  6. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    El Gobierno aprueba el Real Decreto que regula el catálogo de especies exóticas invasoras en España para dar mayor seguridad jurídica y reforzar la protección del medio natural


    Incluye las especies que presentan una mayor peligro para la biodiversidad y establece las medidas para prevenir su introducción, su control y posible erradicación.


    El Consejo de Ministros ha aprobado, a propuesta del Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente (MAGRAMA), el Real Decreto por el que se regula el catálogo de especies exóticas invasoras, con el objetivo de dar una mayor seguridad jurídica y reforzar la protección del medio natural y la biodiversidad en España.

    Las especies exóticas invasoras, entre las que se encuentran en nuestro país el mejillón cebra o el caracol manzana, constituyen una de las principales causas de pérdida de biodiversidad en el mundo y la introducción de algunas de ellas puede ocasionar graves perjuicios a la economía, la producción agrícola, ganadera y forestal, incluso a la salud pública.

    Este Real Decreto ha sido sometido a un intenso procedimiento de participación tanto de las administraciones autonómicas como de la sociedad civil, y fue analizado el pasado abril por el Consejo Asesor de Medio Ambiente (CAMA), integrado por representantes de las organizaciones ecologistas, sindicales y empresariales, entre otras.

    La normativa aprobada desarrolla el artículo 61 de la Ley 42/2007, de 13 de diciembre, del Patrimonio Natural y de la Biodiversidad que creó el Catálogo de especies exóticas invasoras. Este catálogo incluye las especies que suponen un mayor peligro para la biodiversidad y establece medidas para prevenir su introducción, control y posible erradicación.

    Con esta regulación, asimismo, se resolverán las dificultades que planteaba la aplicación del anterior Real Decreto 1628/2011 sobre especies exóticas invasoras de 14 de noviembre de 2011. La norma recogía el establecimiento de un Listado de Especies Exóticas con Potencial Invasor, lo que provocó un elevado número de alegaciones por parte de diversas Comunidades Autónomas y de varias asociaciones de pescadores, así como la presentación de recursos que fueron posteriormente estimados por el Tribunal Supremo.

    Entre las modificaciones que introduce el Real Decreto aprobado hoy, figura la eliminación del Listado de Especies Exóticas con Potencial Invasor, que se sustituirá por una relación indicativa que elaborarán las Comunidades Autónomas y la Comisión Estatal de Patrimonio Natural y la Biodiversidad. Para estas especies, se exigirá un mayor nivel de control y de vigilancia con el fin de proponer, llegado el caso, su inclusión en el Catálogo.

    53 ESPECIES NUEVAS CATALOGADAS


    Tras un análisis técnico científico en profundidad y un proceso de debate, el Catálogo incorpora un total de 53 nuevas especies exóticas invasoras no incluidas en el anterior catálogo pero, en su gran mayoría, recogidas en el antiguo Listado. Se establece además una mejora significativa en la identificación de los procedimientos y de las competencias en el caso de intervención de estas especies en los puestos fronterizos.

    En el caso de las especies incluidas en el Catálogo introducidas en el medio natural antes de la entrada en vigor de la Ley 42/2007, de 13 de diciembre, de Patrimonio Natural y Biodiversidad, se establece la posibilidad de su control mediante la caza y la pesca en las áreas ocupadas con anterioridad a la promulgación de esa ley.

    Relacionados:

    Catálogo español de especies exóticas invasoras

    La Ley de especies invasoras aumenta su catálogo, pero elimina la lista cautelar

    Besana



    Jose Luis
     
  7. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    El Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente impulsa la ejecución del Plan de Acción Nacional de Uso Sostenible de Productos Fitosanitarios


    ut3s.jpg


    Contempla calendarios y metas para las administraciones competentes, el sector productor y de la distribución, así como para los agricultores y otros usuarios profesionales


    Sus objetivos fundamentales se centran en el fomento de la Gestión Integrada de Plagas (GIP) y en la reducción de riesgos en el uso de productos fitosanitarios

    Transcurridos 6 meses desde la aprobación del Plan, se constata un balance positivo del grado de cumplimiento de las obligaciones contempladas en el mismo

    El Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente viene impulsando elPlan de Acción Nacional para el Uso Sostenible de Productos Fitosanitarios (PAN), desde su aprobación en Conferencia Sectorial de Agricultura y Desarrollo Rural el pasado 10 de diciembre, como instrumento fundamental con el que cuenta el Departamento para fomentar la utilización sostenible de esos productos.

    Este Plan contempla objetivos generales y específicos, medidas, calendarios, metas y obligaciones para las administraciones competentes, el sector productor y de la distribución de productos fitosanitarios, así como para los agricultores y otros usuarios profesionales. Sus objetivos fundamentales se centran en el fomento de la Gestión Integrada de Plagas (GIP) y en la reducción de riesgos en el uso de productos fitosanitarios para la salud humana y el medio ambiente.

    BALANCE DE ACTUACIONES

    Transcurridos 6 meses desde la aprobación del PAN, se constata un balance positivo del grado de cumplimiento de las obligaciones contempladas en el mismo, reconocido por todas las partes implicadas. Así, y en relación con las acciones desarrolladas para cada uno de los objetivos específicos se comprueba que, en relación con la implementación de campañas de información y sensibilización sobre el uso sostenible de productos fitosanitarios, se han elaborado trípticos y carteles como material divulgativo. Dicho material, además de haber sido publicado en papel y repartido a todas las entidades del sector, se encuentra disponible en la página Web del Ministerio.

    También se han publicado en la Web del Departamento los resultados de la Encuesta de Comercialización de Productos Fitosanitarios 2011, obtenidos de todas las empresas titulares autorizadas para la comercialización de productos fitosanitarios en España en ese ejercicio, con objeto de mejorar el conocimiento de los operadores y usuarios.

    Además de la información agrupada de consumo de productos fitosanitarios, los datos pueden ser consultados desglosados en las principales categorías de sustancias químicas para cada uno de los siguientes grupos: productos fungicidas y bactericidas; herbicidas; insecticidas y acaricidas; y molusquicidas, reguladores de crecimiento y otros.

    En cuanto al compromiso de elaboración de guías de Gestión Integrada de Plagas (GIP) por cultivos o grupos de cultivos, y según lo acordado en el seno del Comité Fitosanitario Nacional, se han reunido los 9 grupos de expertos fitosanitarios de CCAA y se han repartido los trabajos para que estas guías estén disponibles antes de final de año.

    Por otra parte, en la última reunión del Comité Fitosanitario Nacional de este año, se ha aprobado la Documentación de asesoramiento y la Lista preliminar de cultivos y explotaciones exentas de la obligación de asesoramiento. Estas dos herramientas, constituyen los pilares de la estrategia con la que el Ministerio pretende fomentar e impulsar la Gestión Integrada de Plagas en el sector agrícola español.

    Ambos documentos pueden ser consultados en el nuevo apartado de la página Web del MAGRAMA ‘Uso sostenible de los productos fitosanitarios’ http://www.magrama.gob.es/es/agricu...s/uso-sostenible-de-productos-fitosanitarios/

    También se ha aprobado un Procedimiento de autorización de productos fitosanitarios mediante reconocimiento muto, con la participación de todas las administraciones implicadas, el Ministerio de Agricultura, Alimentación y Medio Ambiente y el Ministerio de Sanidad, Servicios Sociales e Igualdad, cuya finalidad es agilizar la aprobación de productos fitosanitarios y su disponibilidad. Este reconocimiento ha sido suscrito por los Subdirectores Generales competentes.

    Por último se han realizado los primeros cursos para directores e inspectores de estaciones de Inspección Técnica de Equipos de Aplicación de Productos Fitosanitarios (ITEAF), y se ha procedido a autorizar las primeras.

    MESA NACIONAL SECTORIAL DE SANIDAD VEGETAL

    Junto con estas acciones, se ha constituido y puesto en marcha la Mesa Nacional Sectorial de Sanidad Vegetal. Su objetivo es coordinar todas las medidas a realizar en el ámbito del PAN y de hacer participes a todos los agentes involucrados en el proceso de discusión y toma de decisiones sobre todos los aspectos que afectan a la sanidad e higiene vegetal y forestal, de una manera integrada. En esa Mesa están representados las Organizaciones Profesionales Agrarias, las Asociaciones empresariales de medios de defensa fitosanitaria, la Comunidad científica y universitaria especializada y los colectivos profesionales.

    Tal y como se ha podido constatar en foros nacionales e internacionales, la estrategia planteada desde el Ministerio y consensuada con las CCAA, constituye un enfoque innovador para la puesta en marcha de la Gestión Integrada de Plagas en el campo español. Esto permitirá incrementar la competitividad de las explotaciones agrícolas, al mismo tiempo que se protegen el medio medioambiente y la salud de los consumidores, mediante un uso más racional de los productos fitosanitarios.

    De cara al futuro se seguirá trabajando para dar cumplimiento a las obligaciones establecidas en el Plan, de tal manera que al finalizar el periodo de vigencia del mismo se puedan satisfacer todos los objetivos inicialmente planteados, tanto generales como específicos.

    En definitiva, este Plan supone la apuesta decidida del Ministerio por introducir criterios de sostenibilidad en los cultivos agrícolas, con una producción que permitirá afianzar la posición en los mercados europeos e internacionales, con unos productos agrícolas de mayor calidad y más seguros para los consumidores, garantizándose la competitividad y viabilidad económica de las explotaciones.




    Jose Luis
     
  8. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    Trichoderma spp. y su función en el control de plagas en los cultivos


    B. MartínezI, Danay InfanteI, Yusimy ReyesII


    https://img16.***/img16/7120/04kh.jpg
    Trichoderma harzianum


    RESUMEN


    El objetivo del trabajo fue resumir los aspectos teóricos y prácticos de mayor importancia, sobre el género Trichoderma Persoon y su función como agente de control biológico de hongos y nematodos, su acción como inductor de resistencia en las plantas y estimulador de crecimiento, entre otros. No obstante, la ubicación taxonómica de las especies resulta difícil cuando se emplean solo aspectos morfológicos y en la actualidad se recurre también a la utilización de herramientas moleculares, que contribuyen a la identificación específica. Las especies de Trichoderma, de manera general, crecen rápidamente, producen conidios abundantes y tienen amplia gama de enzimas, que les permite habitar en casi todos los suelos agrícolas y en otros ambientes, demostrando gran plasticidad ecológica. Como su hábitat es el suelo, se le enmarcó como control biológico de patógenos presentes en el mismo; no obstante se demostró que tiene acción, contra hongos causantes de enfermedades foliares. Estas bondades como agente de control dependen más de las cepas de Trichoderma, que de la especie, pues estas pueden presentar diferencias en sus modos de acción, aún perteneciendo a una misma especie. Esto refuerza la necesidad de efectuar una correcta selección de los aislamientos respecto a sus dianas y ambientes, para obtener resultados consistentes en condiciones de campo.



    INTRODUCCIÓN

    El género Trichoderma fue descrito por Persoon en 1794. Posteriormente, Rifai hizo el primer agrupamiento en especies agregadas que se utiliza hasta el presente, a pesar de las dificultades que se presentan para la identificación de especies por este método, debido a la cercanía morfológica y la evolución de las mismas. Son hongos saprofitos del suelo y la madera, de crecimiento muy rápido (1). Las especies de este género se encuentran ampliamente distribuidas por todas las latitudes, y se presentan naturalmente en diferentes ambientes, especialmente en aquellos que contienen materia orgánica o desechos vegetales en descomposición.

    La acción de Trichoderma como micoparásito natural se demostró por Weindling en 1932, y su utilización en experimentos de control biológico se implementó a partir de 1970, cuando se incrementaron los estudios de campo para su uso en cultivos de hortalizas y ornamentales (2). No obstante, la información sobre su empleo en la producción agrícola es insuficiente y dispersa.

    La capacidad de producir diversos metabolitos y de adaptación a diversas condiciones ambientales y sustratos, confiere a Trichoderma la posibilidad de ser utilizado en la industria biotecnológica.

    El estudio de modos de acción en el proceso de selección de los aislamientos de Trichoderma como controlador biológico de determinada plaga, aún no se aborda profundamente como elemento clave en el manejo de la misma. Aspecto que repercute en la eficacia y perdurabilidad de los aislamientos seleccionados en los sistemas productivos.

    El objetivo de este trabajo fue realizar un análisis crítico de los principales aspectos teóricos y prácticos sobre el género Trichoderma que permita a los lectores disponer de información importante, y que se encuentra dispersa en diferentes fuentes, para la selección y uso de este controlador biológico.

    PARTE ESPECIAL

    Aspectos taxonómicos


    Rifai (3) revisó el género Trichoderma después que se introdujo por Persoon y propuso nueve especies agregadas: Trichoderma piluliferum Webster & Rifai, Trichoderma polysporum (Link ex Pers) Rifai, Trichoderma hamatum (Bon) Bain, Trichoderma koningii Rifai, Trichoderma aureoviride Rifai, Trichoderma harzianum Rifai, Trichoderma longibrachiatum Rifai, Trichoderma pseudokoningii Rifai y Trichoderma viride Pers ex S. F Gray. Estas especies se identificaron teniendo en cuenta diferencias morfológicas y fisiológicas, como tipo de ramificación del conidióforo, forma del conidio, crecimiento y coloración de la colonia, entre otras.

    Con la taxonomía establecida sobre caracteres morfológicos no se diferencian satisfactoriamente las especies en el género. En la actualidad el desarrollo de técnicas moleculares resulta decisivo en la identificación y clasificación de los organismos. En este sentido se utiliza la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR por sus siglas en inglés) específica de las regiones ITS1 e ITS2 y del factor de elongación, así como la secuenciación de estas para su comparación con las secuencias depositadas en GenBank TrichoBlast y en otras bases de datos, lo que facilita la identificación del aislamiento.

    Partiendo de esta información se posibilitó ratificar especies, y se determinaron también otras nuevas, a partir de la variación intraespecífica notificada hasta ese momento, tal como evidenciaron Lieckfeldt et al. (4) en su estudio sobre T. viride, una de las primeras especies caracterizada e identificada únicamente por la rugosidad de la pared del conidio, que presenta dos tipos morfológicamente distintos (I y II), ya que cada uno de esos tipos posee un diseño de ADN mitocondrial diferencial. Posteriores estudios moleculares, morfológicos y fisiológicos, designaron al tipo I como el «verdadero» T. viride, anamorfo de Hypocrea rufa (Pers.: Fr.) y al II como una nueva especie, Trichoderma asperellum Samuels, la cual en términos moleculares se considera cercana al neotipo de T. hamatum. Consecuentemente, el taxa en Trichoderma incrementó de nueve, a más de 100 especies en años recientes (5).

    El género Trichoderma en su estado vegetativo presenta micelio con septos simples. Las especies son haploides y su pared está compuesta por quitina y glucano. Se reproducen asexualmente por conidios. Presentan conidióforos hialinos ramificados, fiálides simples o en grupos, conidios de 3 a 5 µm de diámetro, generalmente ovalados, unicelulares, coloreados (usualmente verdes); de rápido desarrollo en medios sintéticos. Tiene la capacidad de producir clamidosporas en sustratos naturales que, son unicelulares, pero pueden unirse entre dos o más. Estas estructures son de vital importancia para la sobrevivencia del género en el suelo bajo condiciones adversas. El organismo crece y se ramifica desarrollando típicas hifas, de 5 a 10 µm de ancho (6).

    Fisiología

    Trichoderma es un hongo aeróbico, con capacidad para resistir un amplio intervalo de temperaturas, así por ejemplo, McBeath y Adelman (7) aislaron una cepa en suelo de Alaska, con crecimiento a 4oC y que toleró hasta 33oC.

    La relación entre la temperatura y el desarrollo de Trichoderma, al parecer depende de la especie y del propio aislamiento. Se conoce que T. pseudokoningii y Trichoderma saturnisporum Hammill toleran de 40 a 41oC, las especies T. koningii y T. hamatum: 35oC y T. viride y T. polysporum: 31oC, mientras T. harzianum hasta 38oC (:icon_cool:. Para esta última, en algunos aislamientos la temperatura óptima para el crecimiento fue de 20oC (9), aunque de manera general esta varía entre 25 y 30oC (10). Sin embargo a 30oC, la actividad antagónica de esta especie fue casi nula (11). Todo lo cual constituyen evidencias de que la temperatura óptima para el crecimiento, no necesariamente coincide con la de su actividad antagónica, y que existe estrecha relación entre aislamiento, antagonismo y temperatura.

    Nico et al. (12) estudiaron seis especies de Trichoderma frente a Sclerotinia spp. y Sclerotium rolfsii Curzi y obtuvieron mayor colonización a 25-30oC y 20-25oC, respectivamente, con diferencias entre los aislamientos. Además, cuando las temperaturas del suelo oscilaron entre 10ºC y 15ºC y existe baja disponibilidad de nutrientes esenciales, Trichoderma no creció y disminuyó su actividad antagónica (1).

    La luz y su espectro influyen en el desarrollo de Trichoderma, fundamentalmente sobre la esporulación. Las colonias del hongo que se desarrollaron bajo condiciones de luz alterna, fueron blancas y algodonosas al inicio y después zonadas concéntricas, alternando una banda delgada hialina con otra ancha de color verde oscuro, mientras que bajo la luz continua fueron uniformemente de color verde oscuro (13). La luz influye además, en la producción de metabolitos secundarios (14).

    Las especies de Trichoderma no son exigentes con relación al pH del sustrato. Pueden crecer en suelos con pH desde 5,5 a 8,5 (15), aunque los valores óptimos se encuentran entre 5,5-6,5, es decir en un ambiente ligeramente ácido. El desarrollo de Trichoderma se activa con la presencia de humedad, con óptimo de 60% de la capacidad de retención de humedad del suelo. A porcentajes mayores de saturación, la colonización y sobrevivencia disminuyen por baja disponibilidad de oxígeno. Los aislamientos de Trichoderma ayudan a la descomposición de materia orgánica, además de los hongos a los cuales degrada (16). Se encuentran en suelos con abundante materia orgánica (17) y por su relación con esta, es ubicado en el grupo de hongos hipogeos, lignolícolas y predadores (1).

    Capacidad antagonista y estimuladora

    La capacidad como antagonista de Trichoderma es altamente variable. Mihuta-Grimm y Rowe (1:icon_cool: demostraron que de 255 aislamientos obtenidos de diferentes lugares, solo el 15% fue efectivo en el control de Rhizoctonia, y que las cepas nativas de un lugar son más efectivas que las importadas (19). Esta capacidad depende de la especificidad de la cepa y de sus modos de acción; es decir pueden existir aislamientos que sean más eficientes para el control de un patógeno que de otro; por tal motivo, la especificidad debe ser evaluada (20). Esto evidenció, que es imprescindible la selección de aislamientos promisorios para el control de un agente plaga, que incluye el estudio de los mecanismos relacionados con dicho control.

    Entre estos se encuentran: antibiosis, competencia (por espacio y nutrientes), micoparasitismo, desactivación de enzimas de los patógenos y otros (21). Recientemente, Harman (22) y Vinale et al. (23), informaron nuevos mecanismos con los cuales Trichoderma ejerce su acción como antagonista y colonizador de las raíces, como son:

    • Aceleración del desarrollo del sistema radicular que posibilita la tolerancia al estrés por parte de la planta.

    • Solubilización y absorción de nutrientes inorgánicos.

    • Estimulación del crecimiento vegetal.

    • Inducción de resistencia.

    Estos actúan indirectamente sobre los patógenos, ya que su acción es elicitar o impulsar mecanismos de defensa fisiológicos y bioquímicos en la planta. El estudio de estos modos de acción en condiciones de campo es complejo, pues Trichoderma es un hongo cuyo hábitat es el suelo y la mayoría de estos procesos se efectúan en la rizosfera.

    Según Mello (24), en las interacciones antagónicas pueden estar involucrados diferentes mecanismos de acción. La multiplicidad de estos en un aislamiento es una característica importante para su selección como agente de control biológico (20, 25).

    Competencia

    Un factor esencial para que exista competencia es la escasez o limitación de un requerimiento (espacio y/o nutrientes), por lo que competencia puede definirse como el comportamiento desigual de dos o más organismos ante un mismo requerimiento, siempre y cuando la utilización del mismo por uno de ellos, reduzca la cantidad necesaria para los demás.

    La presencia de Trichoderma en suelos agrícolas y naturales en todo el mundo es una evidencia, de que es un excelente competidor por espacio y recursos nutricionales (26), y de su plasticidad ecológica (27). La competencia por nutrientes de Trichoderma, es principalmente por carbono, nitrato y hierro (2:icon_cool:. De forma general, entre las cualidades que favorecen la competencia de este antagonista se encuentran, la alta velocidad de crecimiento que posee gran parte de sus aislamientos y la secreción de metabolitos de diferente naturaleza, que frenan o eliminan a los competidores en el microambiente. Este modo de acción influye en «bloquear el paso» al patógeno y resulta importante para la diseminación del antagonista.

    La competencia evaluada bajo condiciones in vitro (cultivo dual), se ejerce principalmente por espacio y en ella intervienen la velocidad de crecimiento de las cepas del antagonista y factores externos como tipo de sustrato, pH y temperatura, entre otros. En cultivo dual se manifestó competencia por el espacio en un grupo de aislamientos de Trichoderma frente a Rhizoctonia solani Kühn, potenciado por la alta velocidad de crecimiento y reconocimiento del patógeno por los mismos (20, 29).

    Bajo condiciones in vivo, la competencia de Trichoderma en la rizosfera, se relacionó con la capacidad de colonización de la raíz y el espacio adyacente. En ella influyen de forma importante factores como tipo de suelo, pH, temperatura y humedad (26).

    No obstante, la competencia en suelos o sustratos ricos en nutrientes por los que pudiera competir el patógeno, no es eficaz. Debido a esto, en aquellos suelos ricos en materia orgánica o con fertilización completa este mecanismo tiene menos valor práctico.

    Micoparasitismo

    Este es un proceso complejo en la interacción antagonista-patógeno, que ocurre en cuatro etapas (21, 30, 31): Crecimiento quimiotrófico donde Trichoderma puede detectar a distancia a sus posibles hospedantes (23), Reconocimiento: Se considera que existe una alta especificidad del antagonista por su sustrato (25), Adhesión y enrollamiento: Ocurre por la asociación de un azúcar de la pared del antagonista con una lectina presente en la pared del patógeno (32) y Actividad lítica: Producción de enzimas líticas extracelulares, fundamentalmente quitinasas, glucanasas y proteasas, que degradan las paredes celulares del patógeno y posibilitan la penetración de las hifas de Trichoderma (33). El micoparasitismo concluye con la pérdida del contenido citoplasmático de la célula hospedante, mostrando síntomas de disgregación (34). Diferentes interacciones hifales están involucradas en el micoparasitismo, tales como: enrollamiento, penetración, vacuolización, granulación, coagulación, desintegración y lisis (35). En el parasitismo a nivel microscópico no todas estas interacciones son siempre observadas, pues al parecer dependen del aislamiento de Trichoderma, del patógeno y de las condiciones del ambiente.

    Las enzimas desempeñan una función esencial en el micoparasitismo, ya que la penetración de la hifa de Trichoderma en su hospedante está regida por la maquinaria enzimática de este antagonista, y depende más del aislamiento y del hospedante, que de la propia especie del biorregulador.

    Entre las enzimas, se considera fundamental la b-1,3 glucanasa, estrechamente relacionada con la degradación de la pared celular de patógenos (36) y se evidenció una correlación positiva entre la secreción de b-1,3 glucanasa y N-acetylhexosaminidasa con la capacidad controladora de aislamientos de Trichoderma (37). Además de esta, Djonoviæ et al. (3:icon_cool: demostraron que la b-1,6-glucanasa (Tvbgn3) presente en Trichoderma virens (Miller, Giddens & Foster) Arx, estaba involucrada en la regulación del micoparasitismo del fitopatógeno Pythium ultimum Trow, pues se indujo en presencia de paredes celulares de este último, confirmado posteriormente a través de bioensayo con plantas.

    En otras interacciones, las especies de Trichoderma lograron producir polisacaridasas, proteasas y lipasas, compuestos que pueden intervenir en la degradación de la pared de las células de Fusarium oxysporun f. sp. radicis - lycopersici (Forl) (39). Haran et al. (40) encontraron diferentes niveles de producción de enzimas hidrolíticas, cuando Trichoderma se enfrentó a S. rolfsii o R. solani, y además, la actividad de una de las enzimas producida durante la acción parasítica de Trichoderma sobre S. rolfsii, no se detectó en la interacción Trichoderma vs R. solani, lo que evidenció la existencia de una selectividad en la producción enzimática por el antagonista en dependencia del agente fitopatógeno a controlar.

    Por otro lado, el crecimiento de Trichoderma sobre el patógeno en cultivo dual, no es garantía de alta capacidad parasítica, ya que las hifas de ambos pueden compartir espacios en el sustrato sin llegar a parasitarlo (datos no publicados del autor).

    Antibiosis

    Los metabolitos con actividad antifúngica secretados por Trichoderma constituyen un grupo de compuestos volátiles y no volátiles, muy diverso en cuanto a estructura y función. Muchas cepas de Trichoderma producen estos metabolitos secundarios, algunos de los cuales inhiben otros microorganismos, con los que no se establece contacto físico y estas sustancias inhibitorias fueron consideradas «antibióticos» (26, 41).

    Se identificaron compuestos del tipo de las alquil-pironas (6-a-pentil-pirona), isonitrilos (isonitrina), poliquétidos (harzianolida), peptabioles (trichodermina, atroviridina, alameticina, suzucacilina y trichozianina), dicetopiperacinas (gliovirina y gliotoxina), sesquiterpenos (ácido heptelídico) y esteroides (viridina) (30, 42). Recientemente, Vinale et al. (43) caracterizaron un grupo de metabolitos secundarios (azapilona, butenolide, 6-pentil-á-pirona, 1-hidroxi-3-metil-antraquinona, 1,8-dihidroxi-3-metil-antraquinona, koninginina, ácido heptelídico, trichoviridina, ácido harziánico, gliotoxina, gliovirina, viridina, viridiol) obtenidos de la interacción entre R. solani y dos cepas comerciales (T22 y T39) de T. harzianum.

    Algunas especies de Trichoderma producen compuestos antifúngicos que actúan sobre R. solani y S. rolfsii ocasionando la degradación de sus hifas (44), y otras la inhibición in vitro de la germinación de esporas de Botrytis cinerea Pers.:Fr. (45).

    Con relación al efecto de Trichoderma sobre nematodos se notificó que las quitinasas y proteasas de Trichoderma spp. que son muy similares a las de los hongos nematófagos poseen potencial para atacar estos invertebrados (46). El proceso parasítico y el efecto de las enzimas y metabolitos de Trichoderma sobre nematodos pueden ocurrir en el suelo, en el interior de las raíces o sobre la superficie de estas.

    La capacidad de una misma cepa de Trichoderma de secretar varios compuestos antifúngicos simultáneamente, limita el riesgo de aparición de microorganismos resistentes a estos metabolitos, aspecto relevante desde el punto de vista práctico. Estos resultados ejemplifican la importancia de la antibiosis como parte de la actividad antagonista de este hongo.

    Desactivación de las enzimas de patógenos y Estimulación del crecimiento vegetal

    La desactivación de los factores de patogenicidad de Trichoderma contra hongos fitopatógenos constituye un mecanismo de antagonismo indirecto poco estudiado.

    Se supo que T. harzianum (T39), secreta una proteasa que degrada las enzimas que utiliza B. cinerea para atacar la pared celular de las plantas (21), mientras que T. viride produjo a-glucosidasa para degradar una fitotoxina de R. solani (30). Es posible que el potencial enzimático de Trichoderma para detener el proceso infeccioso de los patógenos sea mucho mayor, pues este controlador biológico secreta más de 70 metabolitos, entre ellos: sustancias estimuladoras del crecimiento y desarrollo de las plantas. Según Harman et al. (47), durante muchos años se supo de la habilidad de estos hongos para estimular el crecimiento de las plantas, en especial el sistema radicular, sin embargo, aún no se conocen con certeza los mecanismos involucrados. Recientemente, se encontró que una cepa de Trichoderma contribuye al crecimiento de las raíces de maíz y algunos pastos, haciendo que estos cultivos sean más resistentes a la sequía (16). Este mismo autor observó, que aislamientos seleccionados de Trichoderma estimularon la germinación y la altura de plantas de frijol con una ganancia en peso de 60% aproximadamente. Por su parte, Mathivanan et al. (4:icon_cool: obtuvieron incremento significativo del crecimiento y floración en plantas de arroz con aplicaciones de T. viride.

    Con relación a ese efecto existen opiniones divergentes. Smith et al. (49), señalaron que estos incrementos pudieran atribuirse a la eliminación de patógenos menores que se encuentran en la rizosfera, mientras que Windham (50) opinó, que Trichoderma era capaz de producir un factor regulador del crecimiento sobre plantas de diferentes cultivos. Por su parte, Altamore et al. (51) sugirieron que la promoción del desarrollo se debe a que Trichoderma tiene la capacidad de solubilizar manganeso, sin importar el pH del medio, ni la disponibilidad del mismo, es decir, que lo solubiliza constantemente, y como este microelemento es requerido para funciones fisiológicas de las plantas, como fotosíntesis, metabolismo del nitrógeno, síntesis de los compuestos aromáticos, y además, para precursores de aminoácidos y hormonas, de fenoles y de lignina, se asegura en parte el crecimiento y la resistencia a enfermedades en las plantas. Otros autores relacionaron este fenómeno con la influencia de Trichoderma sobre la nutrición mineral de las plantas superiores. Nicholas (52) indicó que T. viride suprimía la absorción de iones orgánicos e incrementaba la de glucosa a través de las raíces. Lo et al. (53), refirieron que Trichoderma incrementaba la absorción de nutrientes a través del mejoramiento del desarrollo radicular o promoviendo la disponibilidad de nutrientes necesarios. La demostración de estas hipótesis requerirá de investigaciones futuras.

    Inducción de resistencia

    Estudios recientes a niveles celular y molecular explican la diversidad de vías y mecanismos de acción de este hongo (47). Según este autor, se descubrió, que algunas cepas de Trichoderma pueden activar un mecanismo nativo de defensa en las plantas, conocido como Inducción de Resistencia Sistémica (por sus siglas en inglés IRS). Esto supone que puedan controlar a patógenos distantes del lugar donde se encuentra físicamente el antagonista. Prueba de ello, fue que la colonización de las raíces de pepino con T. asperellum, indujo resistencia a Pseudomonas syringae pv. lachrymans (E. F. Smith & Bryan) Young, Dye & Wilkie en el follaje (54). También existen evidencias de este modo de acción frente a nematodos (55).

    Diversas clases de compuestos pueden ser liberados por Trichoderma en la zona de la rizosfera y estar relacionados con la IRS en las plantas. La primera clase son proteínas con actividad enzimática o de otro tipo. Algunas de las proteínas secretadas por Trichoderma al parecer inducen solo respuestas locales y necrosis (56, 57), otras activan mecanismos de defensa en plantas como los productos de los genes de avirulencia (58, 59). Otra clase de elicitores de defensa en las plantas incluye oligosacáridos y compuestos de bajo peso molecular, liberados por la acción de enzimas de Trichodema (58, 59).

    Dos grupos independientes de investigadores describieron un gen que codifica para una proteína elicitora en dos especies de Trichoderma, SM1 en T. virens (3:icon_cool: y Epl1 en Trichoderma atroviride Bissett (60); con estos genes se transformaron protoplastos de aislamientos de dichas especies y posteriormente se aplicaron en plantas de tomate, las que a su vez fueron inoculadas con Alternaria solani Sor. Las plantas tratadas con las cepas transformadas sufrieron menos daño por la presencia del patógeno, y presentaron mayor crecimiento que las plantas controles. Adicionalmente, se observó que los genes de defensa en tomate (chitinasa, 3-hydroxy-3-methylglutaryl CoA reductasa y b -1,3 glucanasa) durante la interacción con las cepas de Trichoderma, se indujeron en mayor grado en las plantas tratadas con las cepas transformadas, que en aquellas que recibieron la cepa silvestre, y en menor grado en las plantas sin inocular (61). Aún se esclarecen y amplían los conocimientos acerca de Trichoderma como inductor de resistencia, pero es indiscutible su función en la defensa de las plantas.

    Continúa...
     
  9. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    Continuación...


    Compatibilidad de Trichoderma con productos agroquímicos

    Para incorporar productos biológicos en el manejo de un cultivo, es imprescindible conocer la sensibilidad de los agentes biológicos a los agroquímicos que se emplearán en dicho manejo, con el fin de conservar su capacidad controladora y establecer medidas para su uso eficiente. En este aspecto la respuesta de Trichoderma varía en dependencia de las combinaciones especie/cepa de microorganismos y productos fitosanitarios evaluados.

    Durán et al. (62) observaron una marcada inhibición del crecimiento micelial de Trichoderma frente al fungicida fludioxonil+metalaxil, a una dosis letal media inferior a la recomendada para campo. Sin embargo, en pruebas in vitro los fungicidas oxicloruro de cobre, metalaxil y dimetomorf fueron compatibles con diferentes especies de Trichoderma, mientras zineb, mancozeb y tiram mostraron ligera toxicidad y benomil se comportó como tóxico (63). De igual modo, en ensayos in vitro, los fungicidas propiconazol+piroquilon, carbendazim y tebuconazol+triadimenol, afectaron totalmente el crecimiento de dos cepas de T. asperellum, mientras que azoxistrobina solo produjo ligera afectación, aunque disminuyó de forma significativa la esporulación por mm2 de las cepas evaluadas. De estos productos, propiconazol+piroquilon y tebuconazol+triadimenol afectaron la geminación de conidios de T. asperellum en más de 90%, y carbendazim y azoxistrobina en alrededor de 60% (datos no publicados de los autores).

    La acción de los insecticidas sobre este agente de control biológico es variable. Dimetoato fue compatible in vitro con Trichoderma spp. (63), al igual que metamidofos. Sin embargo, cipermetrin y cihalotrin inhibieron significativamente el crecimiento de T. asperellum. No obstante, ninguno afectó la esporulación por mm2, ni la germinación de conidios (datos no publicados de los autores).

    El efecto de los herbicidas sobre Trichoderma es aún menos investigado. Los herbicidas también mostraron diferentes grados de incompatibilidad con aislamientos de Trichoderma. Se observó, que cuando se aplica Trichoderma al suelo en presencia de diclorán se afecta su viabilidad (64) y que los herbicidas fenoxaprop-p-etilo, 2,4D sal de amina y glifosato inhibieron significativamente el crecimiento de dos cepas de T. asperellum (65). No obstante, productos de este tipo como trifluralin y napropamida (63), y bispiribac-sodio fueron considerados compatibles con diferentes especies de Trichoderma. Los herbicidas tienen ligera influencia en la esporulación de este antagonista y solo 2,4D sal de amina inhibió la germinación de conidios de T. asperellum (65).

    Las afectaciones de los plaguicidas se observan además, sobre las características culturales de T. asperellum, provocando variaciones en los bordes, coloración de las colonias y textura del micelio. Sin embargo, se informó que Trichoderma es capaz de degradar organoclorados, clorofenoles e insecticidas como dicloro difenil tricloroetane (DDT), endosulfán, pentacloronitrobenceno, aldrin y dieldrin, y herbicidas como trifluralin y glifosato (6:icon_cool:. Los resultados evidenciaron la necesidad de evaluar la compatibilidad de cada nueva cepa promisoria con los agroquímicos empleados en los escenarios comunes de aplicación. Desde el punto de vista práctico, esto tiene gran importancia para determinar el momento de la incorporación del antagonista en el manejo del cultivo.

    Por su parte, los iones metálicos también pueden interferir en la actividad enzimática de Trichoderma spp. y provocar cambios en el efecto antagonista de este hongo. Este es el caso del aluminio, que inhibió significativamente el crecimiento micelial del hongo, pudiendo limitar el mecanismo de acción por competencia, y del mercurio, que a bajas concentraciones afectó la producción de enzimas extracelulares (66), lo que pudiera interrumpir la actividad micoparasítica y la antibiosis entre otros modos de acción.

    La respuesta de Trichoderma depende de la concentración del metal y del aislamiento del antagonista. Jaworska y D³u¿niewska (67), comprobaron que altas concentraciones de manganeso (800ppm) inhibieron el crecimiento lineal de T. harzianum y disminuyeron la germinación conidial de T. viride y T. harzianum, así como la actividad antagónica de este último frente a B. cinerea y R. solani.

    Aplicación de aislamientos de Trichoderma bajo diferentes condiciones


    En la práctica se deben tener en cuenta aquellos aspectos, que permitan la expresión de los mecanismos de control de la cepa, y que se relacionan con la interacción planta - fitopatógeno susceptible - ambiente favorable (temperatura, humedad, presencia de oxígeno, pH), condiciones del suelo (estructura, contenido de materia orgánica y nutrientes) y horario de aplicación.

    Los productos a partir de cepas seleccionadas de Trichoderma pueden ser aplicados bajo diferentes condiciones.

    Así por ejemplo, Trichoderma puede ser inoculado al sustrato para semilleros o directamente al suelo en semilleros a campo abierto. Este tipo de tratamiento ofrece incluso una protección mayor a los cultivos. También puede mezclarse con abonos orgánicos (estiércol, casting y biotierra) y otras enmiendas utilizadas como biofertilizantes, tal como se hace con inoculantes bacterianos usados como fertilizantes ecológicos.

    En semilleros de algodón se obtuvo cerca del 60% de reducción de la pudrición del cuello, causada por R. solani, cuando se aplicaron dos aislamientos de T. asperellum (25). En sistemas de producción protegida, el uso de Trichoderma en la obtención de plantas, es una práctica internacional, garantizando plantas de alta calidad y con protección.

    La aplicación al suelo en pre-siembra, siembra y post-emergencia temprana, logró disminuir la incidencia de las enfermedades en más del 60%, y retrasó la aparición de los síntomas de los patógenos en plantas (1). Durman et al. (69), lograron disminuir el crecimiento y la supervivencia de esclerocios de R. solani al aplicar aislamientos de Trichoderma spp., con resultados satisfactorios en el control de este patógeno en tomate de invernadero.

    El tratamiento de la semilla con Trichoderma se emplea para el combate de hongos fitopatógenos, con los objetivos de disminuir la infestación natural acompañante de la misma, y darle protección en el nicho, al ser sembrada la semilla. Esta variante es muy utilizada por ser rápida, de fácil realización y economizar tiempo y recursos. En el proceso, es importante tener en cuenta la textura de las semillas y la incorporación de un adherente, para asegurar el recubrimiento de estas con la dosis recomendada del producto.

    Villegas (1), con la inoculación a la semilla de T. harzianum, obtuvo disminución en poblaciones de R. solani, Sarocladium spp. y Pythium spp. en suelo, con incremento de la actividad del micoparásito.

    En Cuba, con el tratamiento de semillas de tomate (Solanum lycopersicum L.), pimiento (Capsicum annuum L.) y tabaco (Nicotiana tabacum L.) con Trichoderma se protegieron eficientemente plantas frente a R. solani, sin necesidad de tratamiento al suelo previo a la siembra (70). En el cultivo del arroz se recomienda la desinfección de semillas con Trichoderma fundamentalmente para el control de Sarocladium oryzae (Sawada) W. Gams & D. Hawksw (71).

    Mathivanan et al. (4:icon_cool: emplearon el tratamiento combinado a semilla y suelo con la cepa de T. viride (NCC 34) unos 25 días previos al trasplante, y lograron una reducción de la incidencia del Tizón de la vaina en arroz del 45,7%. Para el control de esta enfermedad se demostró que las aplicaciones a las plantas antes del trasplante y durante el primer estrés hídrico del cultivo, lograron una eficacia técnica de más de 70% con dos cepas de T. asperellum a la dosis de 3,5x1011 conidios. ha-1, estimulando además el ahijamiento de las plantas (20).

    Especies/cepas de Trichoderma son capaces además, de combatir patógenos foliares y aéreos. En estos casos, es importante el uso de adherentes que sean compatibles con Trichoderma. Con aplicaciones aéreas de T. harzianum, a las dosis de 5 y 10 kg.ha-1 se disminuyó la incidencia de R. solani en plantas de arroz, en aproximadamente 30% (72), mientras, aplicaciones de T. harzianum y T. viride al follaje cada 14 días, permitieron una disminución, tanto de la intensidad, como de la severidad de la moniliasis en cacao (73).

    Otra forma de aplicación de Trichoderma es la aplicación en residuos vegetales. En este sentido, Correa (74) informó, que es posible la incorporación de Trichoderma para la descomposición de residuos de cosecha y que a su vez parasite a R. solani, y con ello disminuir la carga del patógeno en campos de arroz. Esta hipótesis fue comprobada por Garrido (75) cuando incorporó T. harzianum conjuntamente con los restos de cosecha de arroz y obtuvo una reducción de hasta 50% de los esclerocios y de 13,40% de la severidad de R. solani en el cultivo.

    Las bondades que presentan las cepas del antagonista Trichoderma, han hecho posible la elaboración de productos biológicos con características amigables con el ambiente. Pero el éxito de estas como producto, está amparado por una precisa selección de cepas, tanto desde el punto de vista fisiológico, como por el atributo objeto de uso, y por un estricto sistema de calidad para su producción. La versatilidad, la gama de mecanismos biológicos y la plasticidad ecológica que posee Trichoderma, hicieron que se convirtiera en un excelente controlador biológico.



    REFERENCIAS

    1. Villegas M. Trichoderma. Características generales y su potencial biológico en la agricultura sostenible. 2005. Disponible en: http://www.oriusbiotecnologia.com/tecnica/128-trichoderma-pers-caracteristicas-y-su-potencial -biologico-en-la-agricultura-sostenible Consultado: 11 de marzo 2010.

    2. Chet I. Biological control of soil-borne plant pathogens with fungal antagonists in combination with soil treatments. In: Hurnby, Y. (ed), Biologycal Control of soil-borne Plant Pathogens Wallingford. U.K.: Cab International, 1990. p. 15-25.

    3. Rifai M. A revision of the genus Trichoderma. Mycol Pap. 1969;116:1-56.

    4. Lieckfeldt E, Samuels G, Nirenberg H. A morphological and molecular perspective of Trichoderma viride: is it one or two species? Applied and Environmental Microbiology. 1999;65:2418-2428.

    5. Druzhinina I, Kopchinskiy A, Kubicek C. The first 100 Trichoderma species characterized by molecular data. Mycoscience. 2006;47:55-64.

    6. Harman G. Trichoderma spp., including T. harzianum, T. viride, T. koningii, T. hamatum and other sp. Deuteromycetes, Moniliales (asexual classification system). 2001. Disponible en: http://www.Biocontrol.entomology.cornell.edu/pathogens/trichoderma.html Consultado: 2 de febrero de 2010.

    7. McBeath J, Adelman M. Taxonomy of a new Trichoderma found in Alaska. Abstract Phytopathology. 1991;81(10):1151.

    8. Danielson R, Davey C. Non nutritional factors affecting the growth of Trichoderma in culture. Soil Biology & Biochemistry. 1973;5(5):495-504.

    9. Knudsen G, Bin L. Effects of temperature, soil moisture, and wheat bran on growth of Trichoderma harzianum from alginate pellets. Phytopathology. 1990;80(:icon_cool::724-727.

    10.Rodríguez I, Arcia A. Caracterización fisiológica (temperatura, pH y luz) de 12 aislamientos de Trichoderma spp., in vitro. (Resumen). Fitopatol Venezol. 1993;6(2):53.

    11.Rodríguez I, Arcia A. Efecto de doce aislamientos de Trichoderma spp., sobre el número, tiempo de formación y porcentaje de parasitismo de esclerocios de Sclerotium rolfsii, en cuatro temperaturas diferentes. (Resumen). Fitopatol Venezol. 1993;6(2):54.

    12.Nico I, Monaco C, Rollán María. IsBasedOn. Investigación agraria. Producción y protección de vegetales. 1999;14(1-2):33-48.

    13.Wells H, Bell D, Jaworski C. Efficacy of Trichoderma harzianum as a biocontrol for Sclerotium rolfsii. Phytopathology. 1972;62:442-447.

    14.Purschwitz J, Müller S, Kastner C, Fischer R. Seeing the rainbow: light sensing in fungi. Current Opinion in Microbiology. 2006;9:566-571.

    15.Besoain X. Control biológico de Pyrenochaeta Iycopersici y Phytophthora nicotianae en tomates bajo invernadero. 2005. Disponible en: http://mazinger.sisib.uchile.cl/repositorio/lb/ciencias_agronomicas/montealegre_j/13.html Consultado: 1 de abril 2011.

    16.Páez O. Uso agrícola de Trichoderma. 2006. Disponible en: http://www.soil-fertility.com/trichoderma/espagnol/index.shtml Consultado: 10 de enero de 2008.

    17.Arias M. Hongos Antagonistas o micopatógenos en: Guía de insumos biológicos para el Manejo Integrado de Plagas. Corporación para Desarrollo de Insumos y Servicios Agroecológicos Armonía. p. 59-62. 2004.

    18.Mihuta-Grimm L, Rowe C. Trichoderma spp. as biocontrol agents of Rhizoctonia damping-off of radish in organic soil and comparison of four delivery systems. Phytopathology. 1986;76(3):306-312.

    19.Arcia A. Uso de Antagonistas en el Control de Fitopatógenos del Suelo. En Curso sobre Control Microbial de Insectos Plagas y Enfermedades en Cultivos. Seminario en la Universidad Centro Occidental (UCLA). Barquisimeto-Venezuela. 20p. 1995.

    20.Martínez B, Reyes Y, Infante D, González E, Baños H, Cruz A. Selección de aislamientos de Trichoderma spp. candidatos a biofungicidas para el control de Rhizoctonia sp. en arroz. Rev Protección Veg. 2008;23(2):118-125.

    21.Harman G. Myths and dogmas of control. Changes in perceptions derived from research on Trichoderma harzianum T-22. Plant Disease. 2000;84(4):377-393.

    22.Harman G. Overview of Mechanisms and Uses of Trichoderma spp. Phytopathology. 2006;96(2):190-194.

    23.Vinale F, Sivasithamparamb K, Ghisalbertic EL, Marraa R,Woo L, Lorito M. Trichodermaplantpathogen interactions. Soil Biology & Biochemistry. 2008;40:1-10.

    24.Mello M, Ávila C, Gomes A. Cepas de Trichoderma spp. para el control biológico de Sclerotium rolfsii en soya. En: Biocontrol de Fitopatógenos con Trichoderma y otros antagonistas. Taller Latinoamericano Memorias, Ed. CIDISAV, Ciudad de La Habana, Cuba, 2006.

    25.Hoyos-Carvajal L, Chaparro P, Abramsky M, Chet I, Orduz S. Evaluación de aislamientos de Trichoderma spp. contra Rhizoctonia solani y Sclerotium rolfsii bajo condiciones in vitro y de invernadero. Agron Colomb. 2008;26(3):451-458.

    26.Hjeljord L, Tronsmo A. Trichoderma and Gliocladium in biological control: an overview. In: Harman G, Kubicek C. (Eds.) Trichoderma & Gliocladium. Enzymes, biological control and commercial applications. Taylor & Francis. London, UK, 1998. p. 131-151.

    27.Infante D, Martínez B, González N, Reyes Y. Mecanismos de acción de Trichoderma frente a hongos fitopatógenos. Rev Protección Veg. 2009;24(1):14-21.

    28.Sivan A, Chet I. Degradation of fungal cell walls by lytic enzymes of Trichoderma harzianum. J Gen Microbiol. 1989;135:675-682.

    29.Reyes Y, Martínez B, Infante D. Evaluación de la actividad antagónica de trece aislamientos de Trichoderma spp. sobre Rhizoctonia sp. Rev Protección Veg. 2008;23(2):112-117.

    30.Howell C. Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological control of plant diseases: The history and evolution of current concepts. Plant Diseases. 2003;87(1):4-10.

    31.Woo L, Scala F, Ruocco M, Lorito M. The molecular biology of the interactions between Trichoderma spp., phytopathogenic fungi, and plants. Phytopathology. 2006;96:181-185.

    32.Chet I, Benhamou H. Mycoparasitism and letic enzymes. In: Harman G, Kubicek C. (Eds.) Trichoderma & Gliocladium. Enzymes, biological control and commercial applications. Taylor & Francis. London, UK, 1998. p.153-152.

    33.Küçük Ç, Kivanç M. In vitro Antifungal Activity of Strains of Trichoderma harzianum. Turk J Biol. 2004;28:111-115.

    34.Nico I, Monaco I, Del Bello G, Alippi H. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas al suelo sobre la capacidad patogénica de Rhizoctonia solani: II Micoflora asociada y antagonismo in vitro de los aislados más frecuentes. RIA. 2005;34(Pt II)(1):29-44.

    35.Chet I, Harman G, Baker R. Trichoderma hamatum: Its hyphal interactions with Rhizoctonia solani and Pythium spp. Microbial Ecology. 1981;7:29-38.

    36.Sanz L, Montero M, Redondo J, Llobell A, Monte E. Expression of an b-1,3-glucanase during mycoparasitic interaction of Trichoderma asperellum. FEBS Journal. 2005;272:493-499.

    37.Larralde-Corona C, Santiago M, Sifuentes A, Rodríguez I, Shirai K, Narváez J. Control potential and polyphasic characterization of novel native Trichoderma strains against Macrophomina phaseolina isolated from sorghum and common bean. Appl Microbiol Biotechnol. 2008;80:167-177.

    38.Djonoviæ S, Pozo M, Kenerley C. Tvbgn3, a b-1,6-Glucanase from the Biocontrol Fungus Trichoderma virens, Is Involved in Mycoparasitism and Control of Pythium ultimum. Appl Environ Microbiol. 2006;72(12):7661-7670.

    39.Chérif M, Benhamou N. Cytochemical aspects of chitin breakdown during the parasitic action of a Trichoderma sp. on Fusarium oxysporun f sp. radiscis-lycopersici. Phytopathology. 1990;80(12): 1406-1414.

    40.Haran S, Schickler H, Oppenheim A, Chet I. Differential expression of Trichoderma harzianum chitinases during mycoparasitism. Phytopathology. 1996;86:980-985.

    41.Dennis C, Webster J. Antagonistic properties of species groups of Trichoderma. I. Production of non-volatile antibiotics. Transactions of the British Mycological Society. 1971;57:25-39.

    42.Sivasithamparam K, Ghisalberti L. Secondary metabolism in Trichoderma and Gliocladium. En: Harman GE, Kubicek CP. (Eds.), Trichoderma and Gliocladium. Taylor and Francis Ltd., London, 1998. pp. 139-191.

    43.Vinale F, Marra R, Scala F, Ghisalberti L, Lorito M, Sivasithamparam K. Major secondary metabolites produced by two comercial Trichoderma strains active against different phytopathogens. Letters in Applied Microbiolog. 2006;43:143-148.

    44.Cook R, Baker K. The nature of practice of Biological Control of Plant Pathogens. 2nd Edition. USA, p. 539, 1989.

    45.Lorito M, Peterbauer C, Hayes K, Harman G. Synergistic interaction between fungal cell wall degrading enzymes and different antifungal compounds enhances inhibition of spore germination. Microbiology. 1994;140(Pt 3):623-629.

    46.Morton CO, Hirsch PR, Kerry B. Infection of plant-parasitic nematodes by nematophagous fungi - a review of application of molecular biology to understand infection processes and to improve biological control. Nematology. 2004;6:161-170.

    47 Harman G, Howell C, Viterbo A, Chet I, Lorito M. Trichoderma species-opportunistic, avirulent plant symbionts. Nature Review Microbiology. 2004;2:43-56.

    48.Mathivanan N, Prabavathy V, Vijayanandraj V. Application of Talc Formulations of Pseudomonas fluorescens Migula and Trichoderma viride Pers. ex S.F. Gray Decrease the Sheath Blight Disease and Enhance the Plant Growth and Yield in Rice. J Phytopathology. 2005;153:697-701.

    49.Smith V, Wilcox W, Harman G. Potential for biological control of Phytophthora and Crown Rots of apple by Trichoderma and Gliocladium spp. Phytopathology.1990;80(9):880-885.

    50.Windham M, Elad Y, Baker R. A mechanism for increased plant grow induced by Trichoderma spp. Phytopathology. 1986;76:518-521.

    51.Altomare C, Norvell WA, Bjorkman T, Harman G. Solubilization of phosphates and micronutrients by the plant growth-promoting and biocontrol fungus Trichoderma harzianum Rifai 1295-22. Applied Environmental Microbiology. 1999;5:2926-2933.

    52.Nicholas D. Influence of the rhizosphere on the mineral nutrition of the plant. In Baker RW, Snyder WC. (Eds). Ecology of Soil - Borne Plant Pathogens. University of California press, Berkeley, Los Angeles. 571 pp, 1965.

    53.Lo C, Nelson E, Hayes C, Harman G. Ecological studies of transformed Trichoderma harzianum straim 1295-22 in the rhizosphere and on the phylloplane of creeping bentgrass. Phythopathology. 1998;88(2):129-136.

    54.Shoresh M, Harman G, Mastouri F. Induced Systemic Resistance and Plant Responses to Fungal Biocontrol Agents. Annu Rev Phytopathol. 2010;48:21-43.

    55.Sharon E, Chet I, Spiegel Y. Trichoderma as a Biological Control Agent (Chapter :icon_cool:. In: Davies K, Spiegel Y. (eds.). Biological Control of Plant-Parasitic Nematodes: Building Coherence between Microbial Ecology and Molecular Mechanisms, © Springer Science, 2011.

    56.Martínez C, Blanc F, Le Claire E, Besnard O, Nicole M, Baccou JC. Salicylic acid and ethylene pathways are differentially activated in melon cotyledons by active or heat-denatured cellulase from Trichoderma longibrachiatum. Plant Physiol. 2001;127:334-344.

    57.Brotman Y, Briff E, Viterbo A, Chet I. Role of Swollenin, an expansin-like protein from Trichoderma, in plant root colonization. Plant Physiol. 2008;147:779-789.

    58.Woo S, Lorito M. Exploiting the interactions between fungal antagonists, pathogens and the plant for biocontrol. In: Vurro M, Gressel J. (Eds.). Novel Biotechnologies for Biocontrol Agent Enhancement and Management. Springer.107-130, 2007.

    59.Woo SL, Scala F, Ruocco M, Lorito M. The molecular biology of the interactions between Trichoderma spp., phytopathogenic fungi, and plants. Phytopathology. 2006;96:181-185.

    60.Seidl V, Marchetti M, Schandl R, Allmaier G, Kubicek CP. Epl1, the major secreted protein of Hypocrea atroviridis on glucose, is a member of a strongly conserved protein family comprising plant defense response elicitors. FEBS J. 2006;273:4346-4359.

    61.Salas M. Generación de cepas transformantes del hongo Trichoderma spp. que expresen constitutivamente la versión AS y OE del gen SM1 que codifica para un elicitor del sistema de defensa en plantas. Conferencia en IPICYT, 1 Nov. 2007. San Luis Potosí, México. Disponible en: http://www.ipicyt.edu.mx/Trichoderma/elicitortransformación.php.htm. [Consultado: 24 de marzo de 2011].

    62.Durán E, De Romero Y, Romero M, Ramallo J. Sensibilidad in vitro de cepas de Trichoderma aisladas de semillas de soja frente al fungicida MAXIM® XL. Boletín Micológico. 2007;22:51-54.

    63.Muiño B, Sáenz M, Stefanova M, Pomas A, Díaz I. Compatibilidad de Trichoderma spp. con plaguicidas y fertilizantes en el cultivo del tabaco (N. tabacum L.). Fitosanidad. 2006;10(2):153.

    64.Israel S, Mawar R, Lodha S. Soil solarization, amendments and bio-control agents for the control of Macrophomina phaseolina and Fusarium oxysporum f. sp. cumini in aridisols. Annals of Applied Biology. 2005;146:481-491.

    65.Reyes Y, Martínez B, Infante D, García-Borrego J. Evaluación de la compatibilidad de Trichoderma asperellum Samuels con algunos de los herbicidas de mayor uso en el cultivo del arroz. XVII Congreso Científico del INCA, Habana, Cuba, 2009.

    66.Kredics L, Antal Z, Manczinger L, Szekeres A, Kevei F, Nagy E. Trichoderma Strains with Control Potential. Food Technol Biotechnol. 2003;4(1):37-42.

    67.Jaworska J, D³u¿niewska J. The Effect of Manganese ions on development and antagonism of Trichoderma Isolates. Polish J of Environ Stud. 2007;16(4):549-553.

    68.Espósito E, Dasilva M. Systematics and enviromental application of the genus Trichoderma. Microbiology. 1998;24:89-98.

    69.Durman S, Menéndez A, Godeas A. Evaluation of Trichoderma spp. as antagonistic of Rhizoctonia solani in vitro and as biocontrol in greenhouse tomato plants. Revista Argentina de Microbiología. 1999;31:13-18.

    70.Stefanova M. Trichoderma Gran antagonista de hongos nocivos. 2006. Disponible en: http://www.teorema.com.mx/articulos.php?id_sec= 46&id_art=2601&id_ejemplar=77.Núm. 58. [Consultado: 01 de junio de 2008].

    71.Meneses R, Gutiérrez A, García A, Antigua G, Gómez J, Correa F, Calvert L, Hernández J. Guía para el trabajo de campo en el manejo integrado de plagas del arroz. 5ta Edición. Instituto de Investigaciones del Arroz. Sancti Spíritus, Cuba. 63p., 2008.

    72.Rodríguez H, Nass H, Cardona R, Alemán L. Alternativas para controlar el añublo de la vaina, causado por Rhizoctonia solani del arroz. Fitopatología Venezolana. 1999;12(1):18.

    73.Verde W. Dos Hongos Antagónicos (Trichoderma harzianum y Trichoderma viride). Efecto en el control de la Moniliasis (Moniliophthora roreri Cif y Par. Evans et al.) del cacao en la Región Ucayali. Tesis. Ing. Agr. UNAS. Perú. 70 pp., 2007.

    74.Correa F. Principales enfermedades del arroz. En: Pantoja A, Fischer A, Correa F, Sanit L, Ramírez A. (Eds.) MIP en Arroz: manejo integrado de plagas; artrópodos, enfermedades y malezas. Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). Caracas, Venezuela, 1997. p. 123-144.

    75.Garrido M. Trichoderma. 2009. Disponible en: http://miguelgarridorondoy.blogspot.com/2009/07/trichoderma.html. [Consultado: 07 de julio de 2010].


    Fuente: fbpelogp.gif



    Jose Luis
     
  10. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *

    jrey.jpg


    Jose Luis
     
  11. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *


    logo-besana-nou3.png


    Erradican el piojo rojo de los cítricos andaluces mediante el uso de avispas




    Una investigación sobre control biológico de plagas, financiada por la empresa onubense Riotinto Fruit y la Junta de Andalucía, ha permitido erradicar el piojo rojo de los cítricos andaluces mediante la utilización de dos especies de avispas denominadas Comperiella bifasciata y Aphytis melinus.



    El piojo rojo de California constituye una de las plagas de mayor importancia económica para la producción de cítricos a nivel mundial y en especial de la agricultura andaluza, de ahí la importancia de encontrar nuevas soluciones, alternativas a los plaguicidas, con los que combatirla y su principal daño es cosmético, debido a que daña la superficie del fruto que hace que pierda su valor comercial.

    José Enrique González Zamora, responsable de la investigación, desarrollada por el Departamento de Ciencias Agroforestales de la E.T.S. de Ingeniería Agronómica de la Universidad de Sevilla, ha explicado a través de un comunicado, que "como mínimo una vez al año, normalmente sobre el mes de junio, los agricultores andaluces emplean tratamientos fitosanitarios para combatir esta plaga y si es necesario se lleva a cabo otro tratamiento en agosto".

    Frente a esta situación, los expertos proponen un control biológico con la introducción masiva de pequeñas avispas que colonizan los cultivos y regulan las poblaciones de estos parásitos perjudiciales de los cítricos.

    Estos investigadores han criado, durante tres años, en el propio centro universitario el piojo blanco Aspidiotus nerii, muy parecido al piojo rojo de California; han maximizado la producción masiva de Aphytis melinus y han estudiado en profundidad su biología para conocer el efecto que los plaguicidas tienen sobre esta avispa.

    Asimismo, se han hecho ensayos también con Comperiella bifasciata para observar su rendimiento como enemigo natural.


    Tras este trabajo, González Zamora considera que "lo ideal es contar con las dos especies como controladores biológicos, ya que parasitan en estados de desarrollo distintos y están adaptados también a condiciones ambientales algo diferentes".

    Relacionados:

    Dos avispas para acabar con el piojo rojo de California que ataca a los cítricos





    Jose Luis
     
  12. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *



    Los pesticidas no han funcionado. Las cuarentenas han sido inútiles. Ahora, los agricultores citrícolas californianos han contratado a un asesino para acabar con el intruso que amenaza a su campos. El asesino a sueldo es una Tamarixia radiata, una diminuta avispa parásita importada de Pakistán.

    Su misión: Eliminar al psílido asiático de los cítricos, que ha ayudado a propagar una enfermedad que provoca bultos a los cítricos y hace que se vuelvan amargos antes de destruir los árboles. La avispa, que voló en clase turista en una maleta de mano desde la región pakistaní del Punyab, es un parásito de la mitad del tamaño de una viruta de chocolate, pero mata a los psílidos como un monstruo de una película de terror, bebiéndose su sangre como un vampiro. La avispa hembra puede poner un huevo en el vientre del psílido, y cuando sale del huevo, devora a su huésped.

    El Departamento de Agricultura de los Estados Unidos ha declarado cuarentenas en nueve estados, entre ellos Florida, Texas y California. Las cuarentenas prohíben el transporte interestatal de árboles de cítricos y exige el etiquetado de los cítricos de viveros de las zonas donde se ha detectado el verdeo.

    En California, la cuarentena afecta a nueve condados. La frontera norte de la región en cuarentena se extendía por los condados de Santa Bárbara, Ventura, Los ángeles y San Berbardino, pero el miércoles pasado, las autoridades agrícolas la ampliaron a 461 kilómetros cuadrados en el condado de Tulare, donde se detectó el psílido.

    Este descubrimiento reciente despierta el temor de que la plaga se esté desplazando hacia las principales zonas productoras de cítricos. Podría amenazar la industria de California, de 2000 millones de dólares, que supone en torno al 80 por ciento de la producción de cítricos para el mercado fresco. Los cítricos de Florida se procesan principalmente para la elaboración de zumo.


    Noticias Fresh Plaza


    Jose Luis
     
  13. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *


    logoeurlex.png

    Diario Oficial
    de la Unión Europea

    Legislación

    REGLAMENTOS





    * Reglamento de Ejecución (UE) no 762/2013 de la Comisión, de 7 de agosto de 2013, que modifica el Reglamento de Ejecución (UE) no 540/2011 en lo que respecta a la prórroga de los períodos de aprobación de las sustancias activas clorpirifos, clorpirifos-metil, mancoceb, maneb, MCPA, MCPB y metiram (1) 14


    * Reglamento de Ejecución (UE) no 763/2013 de la Comisión, de 7 de agosto de 2013, por el que se modifica el Reglamento (CE) no 637/2009 en lo que respecta a la clasificación de determinadas especies vegetales a efectos de evaluación de la adecuación de las denominaciones de las variedades (1) 16



    Jose Luis
     
  14. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz

    Re: Tablón de Noticias Relativas a Plagas ,Enfermedades y Fitosanitarios...

    *


    México

    Activan la alerta por ácaro rojo en seis estados del país



    rat0.jpg



    El Servicio Nacional de Sanidad e Inocuidad Alimentaria, activó una alerta para seis estados de México, en los que figura el sur de Veracruz, por la presencia del ácaro rojo que amenaza cultivos de plátano y coco, entre otros.

    Dicha alerta también incluye a Quintana Roo, Yucatán, Campeche, Tabasco y Chiapas. Esta plaga amenaza en total a 267.000 hectáreas, siendo el sur de Veracruz y la Península de Yucatán quienes, presentan el más alto riesgo por su clima.

    El sur de Veracruz, Chiapas, Campeche y Tabasco son los principales productores de plátano y palma de aceite en el país, la producción anual conjunta de ambos, en cuanto a los frutos señalados, es de aproximadamente 2,7 millones de toneladas, con un valor en el mercado de 7.471 millones de pesos, según un estudio del Senasica.


    Fuente: tabascohoy



    Jose Luis
     
  15. jlnadal

    jlnadal tartessio y aprendiz